Partikel und Kapseln auf Basis des rekombinanten Spinnenseidenproteins eADF4(C16)
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PartikelundKapselnaufBasisdes rekombinantenSpinnenseidenproteins eADF4(C16) Dissertation zurErlangungdesakademischenGradeseines DoktorsderNaturwissenschaften (Dr.rer.nat.) anderBayreutherGraduiertenschulefürMathematik undNaturwissenschaftenderUniversitätBayreuth vorgelegtvon Diplom‐Biologin ClaudiaBlüm Bayreuth2013
DievorliegendeArbeitwurdeinderZeitvonJuni2008bisJuni2013amLehrstuhl BiomaterialienderUniversitätBayreuthunterderAnleitungvonProf.Dr.ThomasScheibel angefertigt. VollständigerAbdruckdervonderBayreutherGraduiertenschulefürMathematikund Naturwissenschaften(BayNAT)derUniversitätBayreuthzurErlangungdesakademischen GradeseinesDoktorsderNaturwissenschaften(Dr.rer.nat.)genehmigtenDissertation. Dissertationeingereicht:04.06.2013 ZulassungdurchdiePrüfungskommission:10.06.2013 WissenschaftlichesKolloquium:14.11.2013 AmtierenderDirektor:Prof.Dr.FranzXaverSchmid Prüfungsausschuss: Prof.Dr.ThomasScheibel(Erstgutachter) Prof.Dr.AndreasFery(Zweitgutachter) PDDr.StefanGeimer(Vorsitz) Prof.Dr.ClemensSteegborn
Inhaltsverzeichnis i Inhaltsverzeichnis 1Summary...................................................................................................................................1 2Zusammenfassung....................................................................................................................3 3Einleitung..................................................................................................................................7 3.1NatürlicheSpinnenseide...................................................................................................7 3.1.1AufbauundStrukturdesAbseilfadensvonRadnetzspinnen...................................9 3.1.2AssemblierungdesnatürlichenAbseilfadens.........................................................11 3.1.3MechanischeEigenschaftennatürlicherSpinnenseide..........................................14 3.1.4NatürlicheSeidenproteinealsBiomaterial............................................................17 3.2RekombinanteSpinnenseide..........................................................................................18 3.2.1AufbauundStrukturvoneADF4.............................................................................19 3.2.2AssemblierungsformenvoneADF4........................................................................20 3.2.2.1Partikel................................................................................................................20 3.2.2.2Kapseln...............................................................................................................22 3.3WirkstofftransportundkontrollierteWirkstofffreisetzung...........................................25 3.3.1PolymerealsmobileWirkstofftransport‐undDepotsysteme...............................29 3.4Sterilisationsmethoden..................................................................................................37 3.5Zielsetzung......................................................................................................................40 4MaterialundMethoden.........................................................................................................43 4.1Material..........................................................................................................................43 4.1.1Chemikalien............................................................................................................43 4.1.2Materialien.............................................................................................................44 4.1.3GrößenstandardsundKits......................................................................................44 4.1.4ProteineundAntikörper.........................................................................................45 4.1.5PufferundLösungen..............................................................................................45 4.1.6Geräte.....................................................................................................................47 4.1.7Computerprogramme.............................................................................................49 4.2ReinigungderrekombinantenSpinnenseidenproteine.................................................49 4.3ProteinanalytischeMethoden........................................................................................50 4.3.1SDS‐Polyacrylamid‐Gelelektrophorese(SDS‐PAGE)...............................................50 4.3.2Silberfärbung..........................................................................................................51 4.3.3WesternBlot...........................................................................................................52 4.4SpektroskopischeMethoden..........................................................................................53
Inhaltsverzeichnis ii 4.4.1UV/Vis‐Spektroskopie.............................................................................................53 4.4.2Fluoreszenzspektroskopie......................................................................................54 4.4.3FouriertransformierteInfrarot(FTIR‐)Spektroskopie............................................54 4.4.4Massenspektrometrie(MALDI‐TOF).......................................................................55 4.5ProteinpräparativeMethoden.......................................................................................56 4.5.1Dialyse....................................................................................................................56 4.5.2ChemischeKopplungvon5(6)‐CarboxyfluoresceinN‐hydroxysuccinimid‐Ester (NHS‐Fluoreszein)aneADF4(C16)..........................................................................56 4.6ProteinverarbeitendeMethoden‐Partikel....................................................................57 4.6.1HerstellungvonMikropartikeln.............................................................................57 4.6.2ChemischeVernetzungdereADF4Partikel............................................................58 4.6.3AnalysedesEinflussesderVernetzungaufdiechemischenStabilitätvon eADF4(C16)Partikeln..............................................................................................59 4.6.4BeladungvoneADF4(C16)Partikeln.......................................................................60 4.6.5WirkstofffreisetzungauseADF4(C16)Partikeln.....................................................61 4.7ProteinverarbeitendeMethoden‐Kapseln...................................................................61 4.7.1Kapselherstellung...................................................................................................61 4.7.2HerstellungvonKapselnmitMikrofluidik..............................................................62 4.7.2.1HerstellungeinerPhotomaskeundPlatine........................................................63 4.7.2.2GießeneinesMikrofluidik‐ChipsausPDMS.......................................................64 4.7.2.3Zu‐undAbläufe..................................................................................................64 4.7.2.4WeitereVersuchsdurchführungen.....................................................................65 4.7.3MolekulareGrößenausschlussbestimmungvoneADF4(C16)Kapseln...................65 4.7.4VerkapselungvonEnzymen....................................................................................66 4.8Enzymkinetikmit‐Galaktosidase.................................................................................66 4.8.1ProteolytischerVerdauvon‐Galaktosidase.........................................................68 4.9MikroskopischeMethoden.............................................................................................69 4.9.1Lichtmikroskopie....................................................................................................69 4.9.2Fluoreszenzmikroskopie.........................................................................................69 4.9.3Rasterelektronenmikroskopie(REM).....................................................................69 4.9.4KonfokaleLaser‐Scanning‐Mikroskopie(CLSM).....................................................70 4.9.5Rasterkraftmikroskopie(AFM)...............................................................................70 4.9.5.1BildgebungmitdemAFM...................................................................................70 4.9.5.2MikromechanischeCharakterisierungmittelsderColloidalProbeTechnique..71
Inhaltsverzeichnis iii 4.9.5.3DirekteKraft‐MessungenmittelsderColloidalProbeTechnique......................73 4.10Materialanalysen............................................................................................................76 4.10.1DynamischeDifferenzkalorimetrie(DSC)...............................................................76 4.10.2ThermogravimetrischeAnalyse(TGA)....................................................................76 4.10.3Wasseraufnahmeund–abgabedereADF4(C16)Partikel......................................77 4.10.4ZetapotentialundElektrophoretischeMobilität....................................................77 4.11Sterilisationsmethoden..................................................................................................78 4.11.1Gammastrahlen‐undEthylenoxid‐Behandlung.....................................................78 5Ergebnisse...............................................................................................................................81 5.1HerstellungundchemischeVernetzungvoneADF4Partikeln.......................................81 5.2CharakterisierungdereADF4Partikel............................................................................82 5.2.1MorphologischeEigenschaftendereADF4(C16)Partikel......................................82 5.2.2QuellverhaltenvoneADF4(C16)Partikeln..............................................................83 5.2.3EinflussderchemischenVernetzungaufdieSekundärstrukturder eADF4(C16)Partikel................................................................................................85 5.2.4OberflächenpotentialdereADF4(C16)Partikel......................................................86 5.2.5ChemischeStabilitätdereADF4(C16)Partikel.......................................................90 5.2.6ThermischeStabilitätvoneADF4Partikel..............................................................93 5.2.7MechanischeStabilitätvoneADF4Partikeln.........................................................95 5.3BeladungundFreisetzungvonRhodaminBauseADF4(C16)Partikeln.........................97 5.4SterilisationvoneADF4(C16)Partikeln........................................................................103 5.4.1SDS‐PAGEmitSilberfärbungundWesternBlot...................................................103 5.4.2Massenspektrometrie..........................................................................................104 5.4.3UV/Vis‐undFluoreszenzspektroskopie................................................................105 5.4.4FTIR‐Spektroskopie...............................................................................................106 5.5HerstellungundCharakterisierungvoneADF4(C16)Kapseln......................................107 5.5.1ModifizierteHerstellungvoneADF4(C16)Kapseln..............................................107 5.5.2MikroskopischeCharakterisierungderKapseln...................................................109 5.5.3Membranpermeabilität........................................................................................110 5.6HerstellungvonKapselnmittelsMikrofluidik..............................................................112 5.7KapselnalsReaktionscontaineramBeispiel‐Galaktosidase......................................115 6Diskussion.............................................................................................................................121 6.1eADF4PartikelalsWirkstofftransportsystem..............................................................121 6.1.1EinflussderVernetzungaufeADF4(C16)Partikel................................................122
Inhaltsverzeichnis iv 6.1.2WirkstofftransportundWirkstofffreisetzung.......................................................129 6.2SterilisationvoneADF4(C16)Partikeln........................................................................132 6.3eADF4(C16)KapselnalsReaktionscontainer................................................................134 6.4RekombinanteSpinnenseidenproteinealsWirkstofftransportsystemimVergleichzu anderenPolymeren.........................................................................................................137 7Literatur................................................................................................................................141 8Abkürzungen.........................................................................................................................155 9Publikationen........................................................................................................................159 10Anhang..................................................................................................................................161
Summary 1 1 Summary Naturalspidersilkhasbeenusedasabiomaterialforcenturiesduetoitsunique mechanicalpropertiesanditsbiocompatibility.Thedraglinesilkproteinsofthe EuropeangardencrossspiderA.diadematusareofspecialinterest.Araneusdiadematus fibroin4(ADF4)isoneofthisdraglinesilk´sproteincomponentsandithasbeenusedas atemplatefortheengineeredAraneusdiadematusfibroin4(eADF4).ADF4iscomposed ofupto100repetitionsoftherepetitivecoresequencewhichisflankedbynon‐ repetitiveterminalregions.eADF4consistsofseveralrepetitionsofamimicofthecore sequence(knownastheC‐module),whichhasbeenoptimizedforproductioninEcoli. TheoreticallytheC‐modulecanberepeatedmanytimes,thenumberofrepetitions definingthesizeoftheresultingprotein,howeverE.colicannottranslatelargeproteins faultlessly,whichlimitsthesizeoftheproteinsthatcanbeproduced.Inthiswork,the mainfocuswaseADF4(C16)whichconsistsof16repetitionsoftheC‐moduleresultingin amolecularweightofaround47kDa. Controlleddrugdeliveryaswellascontrolledenzymetransportisonefocusofmedical andpharmaceuticalresearch.Byusingcontrolleddrugdelivery,manyproblemsof traditionallydrugdeliverycanbeovercome.Sideeffectsduetolocaldrug concentrationsbeingtoxicafterinjectionsordissolutionoftabletsareproblemswhich havetobesolved.Therefore,depotsystemswithacontrolledreleaseofdrugsovera longerperiodoftimeareofinterest.Mobilesystemslikeparticlesorcapsulearealso suitable. eADF4(C16)particlesareproducedbyaprecipitationstepandtheyaresuitableforthe transportofwater‐insolubledrugs,whichhasbeenshownforrhodamineB,amodel drug.Drugloadingofparticlescanbeperformedeitherbyco‐precipitationofthedrug moleculestogetherwiththeproteinorbydiffusion,withtheco‐precipitationstep resultinginthehighestloading.Theinfluenceofcrosslinkingondrugreleasewas investigated;however,weobservednosignificantincreaseinthedurationofrelease. Nevertheless,anincreaseinchemicalstabilityduetothechemicalcrosslinkingwas achieved.Chemicalaswellasphysicalcrosslinkinginfluencedthemechanicalbehavior andtheswellingratiooftheparticleswhichalsoinfluencesthestoragestability.The
Einleitung 8 GartenkreuzspinneAraneusdiadematus(A.diadematus)oderdieGoldeneSeidenspinne Nevilaclavipes(N.Clevipes),könnenbiszusiebenverschiedeneSeidenarten produzieren(Abb.3.1),22jedeeinzelneineinereigensdafürangelegtenDrüse.Die einzelnenSeidenartensindmeistnachdenDrüsenbenannt,indenensiegebildet werdenundunterscheidensichinihremAufbauundihrenmechanischenEigenschaften stark.23 Abb.3.1:SchematischeDarstellungderverschiedenenSeidenarten,sowiederKlebesubstanzvon RadnetzspinnenamBeispielA.diadematus.DieDragline‐SeidedientderSpinnealsAbseilfadensowieals SpeichendesNetzes(A).DieFangspiraledesRadnetzesbestehtausFlagelliform‐Seide(B).Fangspiraleund SpeichendesSpinnennetzeswerdendurchdiePiriform‐Seidezusammengehalten(C).DieseSeideistauch fürdieVerankerungdesNetzesanOberflächenzuständig.DieMinorampullate‐Seide(D)wirdals HilfsspiralebeimNetzbaubenötigtundhatimfertigenNetzeinenetzverstärkendeFunktion.Zweiweitere SeidenartenwerdenzumSchutzderNachkommenverwendet,eshandeltsichdabeiumdieTubiliform‐ Seide(E)diedieäußereHülledesEiersacks(Kokonhülle)darstelltundumAciniform‐Seide(F),diedie innereKokonhüllebildet.DieKlebesubstanzwirdabschließendaufdasNetzaufgebrachtunddientdem FesthaltenderBeute. DiesogenannteDragline‐SeidewirdindergroßenAmpullendrüse(Majorampullate) gebildetundbestehthauptsächlichausdenProteinkomponentenMaSp1undMaSp2 (MajorampullateSpidroin).24Dragline‐SeidewirdalsSicherungs‐ undAbseilfadender Spinne,sowiefürdenRahmenunddieSpeichendesNetzesverwendet(Abb.3.1A).25Sie istdieambestencharakterisierteSeideundvereinigteinzigartigemechanische Eigenschaften(Tab.3.1).26,27DiezweitebeimNetzbauverwendeteSeideistdie Flagelliform‐Seide(B),welchedieFangspiraledesNetzesbildet.Siebestehtnuraus einerProteinkomponenteundbesitztviskoelastischeEigenschaftenmiteiner einzigartigenDehnbarkeit(270%).26,27DieenormeDehnbarkeitistwichtig,umden
Einleitung 9 AufprallvonInsektenimNetzabzufangen.ZuBeginndesNetzbauswirdnocheine zusätzlicheSeidenartbenötigt,diesogenannteMinorampullate‐Seide(MiSp)(D).Diese wirdinderkleinenAmpullendrüsegebildet,dientalsHilfsspiralebeimNetzbauund wirktnetzverstärkendimfertigausgebildetenNetz.MitHilfederPiriform‐Seide (seidenähnlicheKlebesubstanz)(C)wirddasfertigeNetzanverschiedenenOberflächen befestigt.EinezusätzlicheFunktiondieserSeideistdasVerbindenvonDragline‐Seide undFlagelliform‐Seide.WeiblicheRadnetzspinnenproduzierennochzweiweitere Seidenarten,diedemSchutzderNachkommendienen,dieTubuliform‐Seide(E),welche dieäußereKokonhüllebildetunddieAciniform‐Seide(F),welchedieinnereKokonhülle darstellt,aberhauptsächlichzumEinwickelnvonBeuteverwendetwird.Die Klebesubstanz(G),welcheaufdieNetzoberflächeaufgebrachtwirdunddie auftreffendenInsektenfesthält,istimeigentlichenSinnkeineSeide.Siebesteht hauptsächlichausorganischenMolekülen,Salzen,FettsäurenundGlykoproteinen, welcheinderAggregatdrüsegebildetwerden. 3.1.1 AufbauundStrukturdesAbseilfadensvonRadnetzspinnen DerAbseilfadenvonRadnetzspinnenisteinerderstabilstenbekanntennatürlichen FasernundsetztsichimKernauszweiProteinkomponenten,densogenannten Spidroinen,zusammen.DiesewerdenindergroßenAmpullendrüsegebildet,woraus sichihreNomenklatur,MaSp1undMaSp2,ergibt.17AbhängigvonderSpinnenart variierensowohldieAminosäurezusammensetzungalsauchdiedarausresultierenden mechanischenEigenschaften(Kapitel3.1.3);derprinzipiellehierarchischeAufbaudes Abseilfadensbleibtjedochgleich(Abb.3.2).
Einleitung 10 Abb.3.2:A)SchematischerAufbauderSpidroinedesAbseilfadensvonRadnetzspinnen.Repetitive Kernsequenzenwerdenvonnicht‐repetitiventerminalenDomänen(NR‐Domänen)flankiert. B)HierarchischerAufbaueinesAbseilfadensamBeispielN.clavipes.DerAbseilfadenbestehtauseinem fibrillärenKern,welchervonmehrerenHüllschichtenumgebenist.HierzuzählensowohlLipideund GlykoproteinealsauchMiSp1ähnlicheProteine.DerfibrilläreKernbereichdesAbseilfadensbestehtaus kristallinenundamorphenBereichen.DiekristallinenBereichesorgenfürdieenormeStabilitätdesFadens unddieamorphenBereichesindfürseineElastizitätverantwortlich.Sowohlkristallinealsauchamorphe BereichesinddurchdieAminosäuresequenzfestgelegt,glycinreicheModulederKernsequenzenbildendie amorphenBereiche,alaninreicheSequenzendiekristallinen‐Faltblattstrukturen. DerAbseilfadenbestehtauseinemfibrillärenKern,welcherausdenbeidenProteinen MaSp1undMaSp2besteht.DieSpidroineMaSp1undMaSp2setzensichausrepetitiven Kernsequenzenzusammen,welchevonnicht‐repetitivenTerminiflankiertwerden.Die repetitivenKernsequenzenvonMaSp1bestehenhauptsächlichauspoly‐Alaninen(A) oderglycinreichenWiederholungseinheiten(GGX),wobeiXentwederfürAlanin, Tyrosin,LeucinoderGlutaminsteht.DieKernsequenzenvonMaSp2hingegenbestehen zueinemGroßteilauspoly‐Alanin‐AbfolgenundprolinreichenSequenzenin unterschiedlichenAbfolgen(meistGPGQQoderGPGGY)(Abb.3.2A).11,28,29Durchdie poly‐Alanin‐AbfolgenentstehtinnerhalbdesFadenseinhydrophobererTeil,zusammen mitdenglycinreichenBereichenergibtsichdahereineZusammensetzung,diestarkan
Einleitung 11 Block‐Copolymereerinnert.30‐34DieSekundärstruktureninnerhalbdesFadens,welche sichfürdieeinzigartigenmechanischenEigenschaftenverantwortlichzeigen,sinddurch dieAminosäurezusammensetzungderrepetitivenModulefestgelegt.MittelsFourier transformierterInfrarotspektroskopie(FTIR‐Spektroskopie), Kernspinresonanzspektroskopie(NMR)undRöntgenbeugungsanalysenkonntenden poly‐Alanin‐Sequenzengrößtenteils‐faltblattreicheStrukturenzugeordnetwerden, welchefürdieenormeStabilitätdesFadensverantwortlichsind.30‐34Dieamorphen Bereichebestehenhauptsächlichaus‐Spiralen,ungeordnetenStrukturenund31‐ Helices,welchesichfürdieenormeElastizitätdesAbseilfadensverantwortlich zeigen.33,35,36DiejeweiligenWiederholungseinheitenwerdenvonnicht‐repetitiven Terminiflankiert(NR‐Regionen).DieseRegionenbestehenausca.100Aminosäuren, welcheeinewichtigeRollesowohlbeiderFadenassemblierungalsauchbeider LagerungderhochkonzentriertenwässrigenSpinnlösungeninnerhalbderDrüsen spielen.AufgrundvonVeränderungenderUmgebungsbedingungen(SalzgehaltoderpH‐ Wert)werdendurchdieterminalenDomäneninnerhalbdesSpinnkanalswichtige SchrittebeiderFadenassemblierungeingeleitet.37‐40ZumSchutzvorAustrocknungoder anderenUmwelteinflüssenistdiefibrilläreKernregionsowohlvonGlykoproteinenund Lipiden,alsauchvoneinemMiSp1ähnlichenProteinumgeben(Abb.3.2B). DerAbseilfadenderGartenkreuzspinneA.diadematusistdemvonN.clavipesinseinem Aufbauähnlich,dieNomenklaturunterscheidetsichjedoch.AnstellevonMaSp1und MaSp2sinddieSpidroinederGartenkreuzspinnenachihremArtnamenundder ReihenfolgeihrerIdentifizierungbenannt,AraneusdiadematusFibroin(ADF)3und4. BeiADF3undADF4handeltessichaufgrundihreshohenProlingehaltesumMaSp2‐ Analoga.23 3.1.2 AssemblierungdesnatürlichenAbseilfadens DieAssemblierungdesAbseilfadensauseinerhochviskosenLösungzueinemfesten, mechanischstabilenFaden,findetbeiRadnetzspinnenimSpinnkanal,derausder großenAmpullendrüseaustritt,statt.DieDrüseunterteiltsichinzweiBereiche,die SpinndrüsemitdersekretorischenZoneundderLagerungszone.Andieseschließtsich derS‐förmigeSpinnkanalan,welcherindieSpinnwarzemündet(Abb.3.3).
Einleitung 12 Abb.3.3:SchematischeDarstellungdesnatürlichenSpinnprozessesamBeispielderDragline‐Seide.Der SpinnapparatunterteiltsichinzweiHauptbereiche,dieSpinndrüseunddenSpinnkanal.DieSpinndrüse dientsowohlderSekretionalsauchderLagerungderSpinnenseidenproteine,derSpinnkanaldientder KonzentrierungundUmstrukturierungderProteine.DurchIonenaustauschundWasserentzugentsteht einehochviskoseSpinnlösung.DieProteinerichtensichaus,wodurchder‐Faltblattanteilder Proteinlösungstarkerhöhtwird.AnderSpinnwarzewirdderFadendurchmechanischenZugausdem SpinnkanalherausgezogenunderhältdurchdiezusätzlicheStreckbewegungseinebesonderen mechanischenEigenschaften. DersekretorischeTeilderSpinndrüsebefindetsichimoberstenAbschnitt,einem länglichen,breiterwerdendenFortsatz(Abb.3.3).DieserAbschnittbestehtaus säulenartigenEndothelzellen,inwelchendieSpinnenseidenproteinetranslatiert werden,undaussekretorischenGranula.16,30DieausdenGranulasekretierten SpinnenseidenproteinedesAbseilfadenswerdeninhoherKonzentration(ca.50%(w/v)) inderLagerungszonedergroßenAmpullendrüseingelösterFormgespeichert.41Die hoheLöslichkeitderProteinlösunggehtunteranderemaufdieSekundärstrukturder MaSp‐Proteinezurück.DieseentsprichtderSekundärstruktureinesnativentfalteten Proteinsundbestehtgrößtenteilsausrandom‐coilundpoly‐Prolin‐IIStrukturensowie‐ Helices.42Insbesonderediepoly‐Prolin‐II‐Helix‐ähnlichenBereichehabenhierbeieine besondereBedeutung,dadiesehauptsächlichausSequenzenderrepetitivenBereiche gebildetwerden,die‐HeliceswerdenmeistvondenterminalenDomänengebildet. IndemsiedieAusbildungvonWasserstoffbrückenbindungenzwischenden ProteinseitenkettenunddemLösungsmittelbegünstigen,verhinderndiepoly‐Prolin‐II‐ HelicesdasAusbildenintramolekularerWasserstoffbrücken,wodurchdiestabile LagerungderProteinlösunginderSpinndrüseerklärtwerdenkann.43Zusätzlichlassen sichdieHelicesaufgrundihrerTorsionswinkelleichtin‐Faltblattstrukturenumwandeln,
Einleitung 13 welchedengrößtenSekundärstrukturanteilimfinalenFadendarstellen.44Umausder SpinnlösungeinenFadenzuassemblieren,sindsowohlbiochemischealsauch physikalischeVeränderungennotwendig.45DiephysikalischenEinflüssesindsowohl Elongations‐alsauchScherkräfte,welcheaufdemWegdurchdensichverjüngendenS‐ förmigenSpinnkanalaufdieLösungeinwirken.AbgesehenvondiesenKräften,welche sichaufdieOrientierungderSeidenproteineauswirken,spielenchemische VeränderungenwährenddesTransportsderSeidenproteinedurchdenSpinnkanaleine entscheidendeRolle.30ZudenEinflüssengehörtu.a.dieÄnderungendespH‐Werts(von pH7,4(Spinndrüse)auf6,3(Spinnkanal))37,45‐48welcherdurcheineProtonenpumpe geregeltwird.AuchwerdenNatrium‐ undChloridionendurchkosmotropeIonen (Kalium‐undPhosphationen)ersetzt,waszueinerFlüssig‐flüssig‐Phasentrennungführt. DieKonzentrierungderSpinnlösungerfolgtdurchMikrovilliderEpithelzellenundeine besonderekutikuläreSchichtimletztenAbschnittdesSpinnkanals.Beidevergrößerndie OberflächedesKanals,wodurcheineWasserabscheidungbegünstigtwird.30,49Zuletzt erfolgteinFlüssig‐fest‐PhasenüberganganderSpinnwarze.AmEndedieses PhasenübergangsstehteinnochunfertigerFaden,derdurcheinenendgültigen StreckungsprozessanderLuftfinalisiertwird.41 DiebesondereBedeutungdernicht‐repetitiventerminalenDomänederProteine, sowohlbeiderLagerungderhochkonzentriertenProteinlösunginderDrüsealsauchbei derFadenassemblierungkonntebereitsfürverschiedeneSeidenproteinegezeigt werden.37,38DesWeiterenkonntegezeigtwerden,dassnichtnurdieFunktiondernicht‐ repetitiventerminalenDomänensondernauchihreStrukturzwischenverschiedenen Spinnenartenhoch‐konserviertsind.50Beidenicht‐repetitivenTerminifungierenals molekulareSchalter,welcheabhängigvondenUmgebungsbedingungenderProteine ihreKonformationändern.DerAmino‐terminaleBereichliegtunter SpeicherbedingungeninderSpinndrüsealsMonomervor,durchpH‐Änderungenzum SaurendimerisiertdieserjedochinantiparallelerWeise.50DerCarboxy‐terminale,nicht‐ repetitiveBereich,hingegenliegtimmeralsparallelesDimervor.IndieserFormfördert derTerminusdieLöslichkeitderSpidroineundunterstützt,beiderAssemblierung,die geordneteAusbildungderFasern.37,38,51
Einleitung 14 3.1.3 MechanischeEigenschaftennatürlicherSpinnenseide NatürlicheSpinnenseidensindfürihreaußerordentlichenmechanischenEigenschaften bekannt.InTab.3.1sindvierMaterialeigenschaftenverschiedenernatürlicherund synthetischerMaterialienaufgelistet.BeiderSteifigkeithandeltessichumeineGröße, diedenWiederstandeinesKörpersgegenseineVerformungbeschreibt.DieFestigkeit einesMaterialskannalsdieKraftproFlächebeschriebenwerden,dieaufgebracht werdenmuss,umeinenGegenstandmechanischzuverformenbzw.zuzerreißen.Ein weitererwichtigerParameteristdieDehnbarkeit.Dieseistdefiniertalsdiemaximale AusdehnungeinesKörpers,bevorerreißt.AlsvierteMaterialeigenschaftwirddie ZähigkeitverschiedenerMaterialienverglichen.EshandeltsichhierbeiumdieEnergie, dieeinKörperproVolumenaufnehmenkann,bevorerreißt. Tab.3.1:MechanischeEigenschafteneinigernatürlicherundsynthetischerMaterialienimVergleich (modifiziertnach26,27). MaterialSteifigkeit(E‐Modul) [GPa] Festigkeit [GPa] Dehnbarkeit [%] Zähigkeit [MJm‐3] Dragline‐Seide (A.diadematus) 101,127160 Flagelliform‐Seide (A.diadematus) 0,0030,5270150 Kokon‐Seide(B.mori)70,61870 Elastin0,00110,0021502 Resilin0,0020,0041904 Collagen1,20,121306 DistalerMuschelbyssus0,870,07510945 ProximalerMuschelbyssus0,0160,03520035 Knochen200,1634 Wolle(100%Luftfeuchtigkeit)0,50,25060 Kevlar491303,62,750 Nylon50,951880 Karbonfaser30041,325 HochfesterStahl2001,50,86
Einleitung 15 InsbesonderederAbseilfadenvonSpinnenistaufgrundseinerKombinationaus Steifigkeit,FestigkeitundhoherDehnbarkeitundderdarausresultierendenenormen ZähigkeitfürdieForschungvonbesonderemInteresse(Tab.3.1).DerAbseilfadender GartenkreuzspinneA.diadematusbesitztmit10GPaeinedoppeltsohoheSteifigkeit undmit160MJm‐3einedoppeltsohoheZähigkeitwieNylon.Keinesderanderen aufgelistetenMaterialienverkörpertdieseKombinationanEigenschaften.Sowohl hochfesterStahlalsauchKarbonfasernundKevlar49‐Fasernbesitzendeutlichhöhere Steifigkeiten,sieerreichenjedochgeringereWertebeidenanderendargestellten Parametern.DieFlagelliform‐SeidevonA.diadematusweistebenfallssehr beeindruckendemechanischeEigenschaftenauf,siebesitzteineDehnbarkeitvonca. 270%.DiesemechanischenEigenschaftendernatürlichenSpinnenseidezeigenihre optimaleAnpassunganihremechanischenAnforderungeninderNatur.27,52,53Der AbseilfadenvonRadnetzspinnenmussinseinernatürlichenUmgebungzumeinendas AbseilenderSpinneausgroßenHöhenermöglichenundwirdzumanderenfürRahmen undSpeichenbeimNetzbaueingesetzt.DerDragline‐Seidekommtsomithauptsächlich einestabilisierendeFunktionzu.DieFlagelliform‐SeidehingegenstelltdieFangspiraleim fertigenNetzdarundmusssomitdenAufprallauftreffenderInsektenabfangen,damit dieBeutenichtwiederausdemNetzgeschleudertwird.53Hierfürbenötigtsie EigenschaftenwiebeispielsweiseeinehoheDehnbarkeitkombiniertmiteinerhohen Zähigkeit. DiemechanischenEigenschaftendernatürlichenSpinnenseidegeheninsbesondereauch aufihrenmolekularenAufbauzurück.ImFadensinddiekristallinenBereicheineiner MatrixausunstrukturiertenRegioneneingebettet(Abb.3.2).DieElastizitätdes SeidenfadensgehtaufdieunstrukturierteMatrixdesFadenszurück.Diesesemi‐ amorphenRegionenbestehenhauptsächlichaus‐SpiralenundhelikalenStrukturen,54 welcheaufdieGPGXX‐Motivezurückgehen.DieFlagelliform‐Seidebesteht hauptsächlichausdiesenMotiven,wodurchsichihreenormeElastizitäterklärenlässt. DieStabilitätdesSeidenfadensgehthingegen,wiebeianderen‐faltblattreichen Proteinenauch,aufdie‐Faltblattstrukturenzurück,welchealsphysikalisch quervernetzteNanokristalleindiesemi‐amorpheMatrixeingebettetsind.54‐57Die Motive,diediesenStrukturenzugrundeliegen,bestehenhauptsächlichauspoly‐Alanin‐
Einleitung 16 Sequenzenund,beiB.mori,auspoly‐(Glycin‐Alanin)‐Abfolgen.DieGrößedieser NanokristallehatdabeieinenentscheidendenEinflussaufdieFestigkeitunddie ZähigkeitderFasern.57,58DieVerringerungderLängederpoly‐Alaninehataucheinen EinflussaufdiekorrekteAusbildungder‐Faltblatt‐Nanokristalle.59ZusätzlichzurLänge derpoly‐Alanin‐SequenzenhatdieAusrichtungderKristalle(antiparalleloderparallel) eineenormeBedeutunginBezugaufdiemechanischenEigenschaften(z.B.Steifigkeit) vonSpinnenseide.60,61WirdderFadeneinerZugkraftausgesetzt,verstärkendie NanokristalledieteilweiseunstrukturiertenBereichedurchAusbildungvon Verzahnungen.DurchdiesewirddieaufdenFadeneinwirkendeKraftgleichmäßig verteiltunddiesemi‐amorphenRegionenwerdendarangehindert,sichzustark auszudehnen.32,43,57,60 DiemechanischenEigenschaftenderverschiedenen,voneinerSpinnegebildetenFäden, unterscheidensichjedochsehrstark,jenachdeminwelcherSpinndrüsedieProteine gebildetwurden(Tab.3.1).DesWeiterenvariiertauchdieMechanikvonSeidenfäden desgleichenTypsunterschiedlicherSpinnenartenebensowiezwischenIndividuender gleichenSpinnenart.DieseVarianzhatvieleUrsachenundgehtunteranderemaufdie jeweiligenMessbedingungenzurück.1InsbesondereUmwelteinflüssespielenbeider BestimmungdermechanischenEigenschafteneinesSeidenfadenseinewichtigeRolle, bereitsgeringeVeränderungeninderLuftfeuchtigkeitoderTemperaturwährendeiner MessungkönneneinenenormenEinflussaufdiegewonnenenmechanischenDaten aufweisen.EinGrundhierfüristdersemi‐kristallineZustanddesSeidenfadens.Flexible BereicheundkristallineBereicheliegennebeneinanderimFadenvorundwerdendurch Wasserstoffbrückenbindungenmiteinanderverbunden.WasserundTemperaturkönnen dieBindungsenergiedieserBindungenherabsetzenundsomitalsWeichmacher fungieren.62ZusätzlichlässtsichdiemechanischeVarianzauchaufverschiedene Umwelteinflüsse(Temperatur,Luftfeuchtigkeit)sowiedieSpinngeschwindigkeit währenddesSpinnprozesseszurückführen.1DieSpinngeschwindigkeitderSpinne beeinflusstsowohldieDickedesFadensalsauchdieAusbildungvon‐ FaltblattStrukturen.58BiszueinerSpinngeschwindigkeitvon20mms‐1,nimmtder FadendurchmesservonN.edulismitzunehmenderGeschwindigkeitab,oberhalbdieser GeschwindigkeitbleibtderDurchmesserdesSeidenfadenskonstant,beiextremen
Einleitung 17 Zuggeschwindigkeiten(ca.800mms‐1)kannjedochkeinstabilerFadengewonnen werden.DiehoheZuggeschwindigkeitbeeinflusstdieProteinfaltungwährenddes SpinnprozessesebensowiediedamiteinhergehendenVernetzungsprozesseinnerhalb desFadens.1,16,63‐65 3.1.4 NatürlicheSeidenproteinealsBiomaterial BiomaterialiensindausvielenBereichendermedizinischenForschungnicht wegzudenken.SeitvielenJahrenfindensieAnwendungalsImplantatmaterialimDental‐ Bereich,alsProthesenmaterial,z.B.fürkünstlicheHerzen,alsKnochentransplantatoder auchalsneuronaleProthesen.66InsbesondereimBereichderImplantate,alsoder Endoprothesen,spielenBiokompatibilitätundzumTeilauchBioabbaubarkeiteine wichtigeRolle.DieOberflächenbeschaffenheitundsomitauchdieBiokompatibilität einesImplantats,ebensowiedieGrenzflächezwischenImplantatunddemihn umgebendenGewebesindwichtigeAspekte,diebeiderWahldesImplantatmaterials berücksichtigtwerdenmüssen.DurchdieoptimaleAnpassungdesMaterialskanndie IntegrationdesBiomaterialsimjeweiligenOrganismusbegünstigt,mögliche AbstoßungsreaktionenvermiedenundeinemöglichstlangeVerweildauerdesImplantats imKörpererzieltwerden.AufgrundderbesonderenEigenschaftennatürlicherSeide, insbesondereimBereichderBiokompatibilitätundBioabbaubarkeit,rücktdiesesowohl alsImplantatmaterialalsauchalsmöglichesBeschichtungsmaterialfürImplantate immermehrindenFokusderWissenschaft.67WeitereEigenschaftennatürlicher Spinnenseide,wieihrestarkemechanischeBelastbarkeitundihreElastizität, unterstützendieseRolleweiter.InsbesonderedieKombinationdergenannten EigenschaftenzusammenmitihrerbiostatischenWirkung(VerhindertdasWachstum vonMikroorganismen),68hebtnatürlicheSpinnenseidevonanderenSeidenarten,z.B. derSeidedesSeidenspinners,aberauchvonvielenanderennatürlichenund synthetischenMaterialien,ab(Tab.3.1).InverschiedenenAnsätzenwurdedie BiokompatibilitätvonnatürlichenSeidenanalysiert.VorallemdieKokon‐Seidevon B.moristandlangeZeitinderKritik,hypersensitiveReaktionenbeiPatienten hervorzurufen.MittlerweilekonntejedochdieUrsachefürdieseReaktionenanalysiert werden,eshandeltsichwahrscheinlichumdasdenSeidenfadenumgebendeSericin.69 HeutzutageistdasReinigungsprotokollderSeidedesSeidenspinnersoptimiert,undes
Einleitung 24 beschreibtStrömungenvonFluidenaufkleinstemRaum,zwischen1µmund1mm, wobeisichFluideindiesemFallinsbesondereaufFlüssigkeitenbezieht.Esgibtdrei wichtigeParameter,welcheFlüssigkeitencharakterisieren,dieDichte,dieViskositätund derDruck.DasFließverhaltenderFlüssigkeiteninnerhalbderMikrofluidikfolgteinem laminarenStrömungsprofil.DieseswirddurchdieReynolds‐Zahlbeschrieben,eine dimensionsloseKennzahl,diedasVerhältnisvonTrägheits‐zuZähigkeitskräftenangibt. JegrößerdieReynolds‐Zahlist,destoturbulenteristeineStrömung.Dadiesedirekt proportionalzumKanaldurchmesserist,erhältmaninderMikrofluidiklediglichsehr kleineWertefürdieReynolds‐Zahl,wodurchsichdaslaminareStrömungsprofil ergibt.107,108DurchdiesesStrömungsprofilistesmöglich,dieStrömungeninnerhalbder Mikrofluidikkanälezuberechnen.EinweiteresPhänomeninnerhalbdieserkleinen Dimensionenist,dassaufgrunddesgroßenOberflächen‐ zuVolumenverhältnis, OberflächeneigenschaftenwiebeispielsweisedieOberflächenspannungderLösungen oderkapillareEffekteanBedeutunggewinnen. Mikrofluidik‐ChipsstelleneineMöglichkeitdar,verschiedeneProzesseaufkleinem Raumzusammenzufassen.HierbeireichtdasSpektrumvoneinfachenKanalsystemen, welchedurchgeschickteVerbindungendereinzelnenKanäle,Lösungengezieltmischen, bishinzudreidimensionalenFokussierungenvonStrömungen.Dadurchistesu.a. möglich,Emulsionenherzustellen,ihreTropfengrößeeinzustellenundKoaleszenzzu verhindern.DiesbeschränktsichjedochnichtalleinaufmonodisperseEmulsionen,auch polydisperseEmulsionensindproblemlosherstellbar.109,110Mikrofluidikbietetaufgrund ihreskleinenMaßstabsvieleVorteileimVergleichzuVersuchsaufbautenim Labormaßstab.InsbesonderediekleinenProbenvolumina,welchefürKanäleim Mikrometermaßstabbenötigtwerden,spielenhierbeieinewichtigeRolle,dadadurch verschiedeneKanalstrukturenoderLayoutskostengünstigundschnellgetestetwerden können. ChipsfürdieMikrofluidikbasierenaufunterschiedlichenMaterialien,u.a.aufGlas, MetallenoderPolymeren.Letzteresindhierbeiaufgrundihrereinfachenund kostengünstigenHandhabungvonbesonderemInteresse.Polydimethylsiloxan(PDMS) bietetvieleVorteilegegenüberanderenMaterialien,daesleichtzuverarbeitenundim auspolymerisiertenZustandklarundchemischinertist.DieFertigungderMikrofluidik‐
Einleitung 25 ChipserfolgthierbeiinvierSchritten,derErstellungeinerFotomaskeunddes Formwerkzeugs,demGießendesChipsundderabschließendenBearbeitung. ImBereichderBiomaterialienwerdenMikrofluidik‐ChipsbereitszurHerstellung unterschiedlicherMorphologieneingesetzt.Soistesgelungen,einenFadenausB.mori FibroindurchgezieltesFokussierenimMikrofluidik‐Kanalherzustellenundzusätzlich seineEigenschaftendurchVariationderParametereinzustellen.111AuchdieHerstellung vonFibroinpartikelnimMikrometerbereichkonntebereitsrealisiertwerden.112 3.3 WirkstofftransportundkontrollierteWirkstofffreisetzung DerkontrollierteWirkstofftransportaneinenZielortinnerhalbdesOrganismus,ebenso wiediekontrollierteWirkstofffreisetzungamWirkort(controlleddrugdelivery/release) hatvieleVorteileimVergleichzuherkömmlicherMedikation(Abb.3.8).113Viele WirkstoffewirkennurinnerhalbeinestherapeutischenFensters,unterhalbdieser KonzentrationsindvieleMedikamentewirkungslos,oberhalbkönnentoxische Nebenreaktionenauftreten.BeiderherkömmlichenVerabreichungvonMedikamenten tretennachInjektionbzw.nachEinnahmedesMedikamentsmeistsehrhohelokale Wirkstoffkonzentrationenauf,welcheaberübereinenrechtkurzenZeitraumhinweg schnellwiederabflachen.DieseSchwankungenkönnenunerwünschteNebenreaktionen bedingenundsollendeshalbdurchdiekontrollierteWirkstofffreisetzungverringert werden. Abb.3.8:SchematischeDarstellungdererwartetenWirkstoffkonzentrationenimPlasmadurch kontrollierteWirkstofffreisetzungundherkömmlicheMedikation(modifiziertnach113).Durcheine
Einleitung 26 kontrollierteFreisetzungsollentoxischeNebenwirkungenebensowieunwirksame KonzentrationsbereichederMedikamentevermiedenwerden. SowohlmobilealsauchstationäreSystemesindfürdiekontrollierte Wirkstofffreisetzungdenkbar.Mobilebzw.injizierbareSystemesindu.a.mit WirkstoffenbeladenePartikeloderKapseln,welcheimBlutkreislaufzirkulierenoderoral aufgenommenwerden.Abb.3.9zeigtverschiedenemobileWirkstofftransportsysteme amBeispielvonPolyethylenglykol(PEG),demamhäufigstenverwendetensynthetischen PolymerimBereichdesPolymer‐basiertenWirkstofftransportes.114 Abb.3.9:ÜbersichtderverschiedenenPolymer‐basierten,mobilenWirkstofftransportsystemeamBeispiel PEG(modifiziertnach114). Hierbeiwirddeutlich,dassesverschiedeneMöglichkeitengibt,Wirkstoffezuverpacken bzw.zutransportieren.Zumeinenkönnendiesevollständigdurchkapsuläre,partikuläre odermizellareSystemeeingeschlossenwerden,zumanderenkönnendieWirkstoffean einTrägermolekülgekoppeltwerden,welchesdieVerweildauerimBlutkreislauferhöht oderdiespezifischeZellaufnahmefördert.DieWahleinesgeeignetenSystemsisthierbei
Einleitung 27 sowohlvondenEigenschaftendesWirkstoffesalsauchvomZielortundderArtder Therapieabhängig. ImGegensatzzumobilenSystemensindstationäreSystemeentwederimplantierbare Wirkstoffträger,z.B.Partikel,HydrogeleoderFilme(Implantatbeschichtungen),115oder WundabdeckungenundNahtmaterial,welchedieWirkstoffelangsamandieWunde abgeben.FürWundabdeckungeneignensichbeispielsweiseFilme,Vliese116oder Hydrogele,117alsNahtmateriallediglichFasern. DieFreisetzungderWirkstoffekannsowohlbeimobilenalsauchbeistationären SystemenaufzweiverschiedeneArtenerfolgen.DieWirkstoffmolekülekönnenzum einenausdemTransportsystemherausdiffundieren.DieFreisetzungerfolgthierbei aufgrundvonÄnderungendespH‐WertesimumgebendenPlasma,des WirkstoffkonzentrationsgefällesimPlasmaoderanderenFaktoren.DasTransportsystem bleibthierbeiwährenddesDiffusionsprozesseserhaltenundwirdanschließend entwederausgeschieden(mobileSysteme),durchProteasenverdaut,im VerdauungstraktdurchSäurenetc.nachträglichzersetztoder,z.B.beiWundauflagen, vonderWundeabgelöst.AlternativkönnendieWirkstoffträgernachFreigabedes Wirkstoffesauchwiederexplantiertwerden.Zumanderenkönnendie WirkstoffmoleküleauchdurchdieDegradationdesTrägermaterialsfreigesetzt werden.118JenachMaterialkanndaseinerseitsdurchSäurenimVerdauungstrakt geschehen,andererseitsauchdurchProteasendirektamWirkort.DieFreisetzungder WirkstoffeundsomitdieWahldesSystemsistvonverschiedenenParameternabhängig. HierzuzählendasMolekulargewicht,dieKristallinitätundPorosität,sowiederAufbau unddieGrößedesTrägermaterials(Polymer),ebensowiedasWirkstoffmolekülansich (Größe,Ladung)unddieUmgebungsbedingungenindiedieWirkstoffmoleküle freigesetztwerdensollen.118,119 AnstellederVerpackungvonWirkstoffen,könnenauchZellenoderEnzymeverpackt werden.HierbeiwirdnichtderWirkstoff,sonderndieimOrganismusfehlendenZellen oderEnzymetransportiert.EinBeispielhierfüristdieVerpackungvonLangerhansInseln. DieseverpacktenZellenkönnenDiabetikernaneinegutzugänglicheundgut durchbluteteStelleimplantiertwerden,z.B.indenOberarmmuskel.JenachderHöhe
Einleitung 28 desBlutzuckerspiegelskönnendieZellendortInsulinproduzieren,ohnedassdieses injiziertwerdenmuss.DieÜberlebensratederverpacktenZellenistvonmehreren Faktorenabhängig,zumeinenvomumgebendenMaterial,zumanderenauchvonder Implantationsstelle.DurchdieVerpackunginMaterialienwiebeispielsweiseAlginatsind dieZellenvomImmunsystemgeschützt,dasumgebendeNetzwerkistjedochsemi‐ permeabel,sodassNährstoffeundSauerstoffzudenZellenhineindiffundierenkönnen undAbfallproduktesowieWirkstoffe,z.B.dasproduzierteInsulin,nachdraußen gelangenkönnen.120‐122 Dieverschiedenen,bereitsbeschriebenen,AnforderungenanPolymere,welchefürden Wirkstofftransporteingesetztwerden,sindinTab.3.2zusammengefasst.DerFokus dieserAuflistungliegtindenBereichenWirkstoffverarbeitung,Pharmakokinetikund klinischeVerabreichung.123 Tab.3.2:AnforderungenaneinWirkstofftransportsystemaufBasisvonPolymerenhinsichtlichder Wirkstoffverarbeitung,PharmakokinetikundklinischenVerabreichung(modifiziertnach123). WirkstofftransportBlutZielgewebeAusscheidungKlinik keinegiftigen Monomereund Zusatzstoffe Hämo‐ kompatibilität Gewebe‐oder Zellspezifische Markierungen niedriges Molekulargewicht sichereund einfache Applikation Stabilisierungund Solubilisierungdes Wirkstoffes verlängerte Zirkulationsdauer durchdringt biologische Barrieren ungiftige Abbauprodukte gutesKosten‐ /Risiko‐/Nutzen‐ Verhältnis Schutzder Wirkstoffe kontrollierte Wirkstofffrei‐ setzung Aufnahmein Zellen/Organe keine Akkumulationenin Organen hochskalierbar physikalische, chemischeund mikrobielle Stabilität Schutzvor Agglomeration undAggregation Maßgeschneider‐ tesFreisetzungs‐ verhalten Ausscheidungüber LeberoderNieren einfacheLagerung hohe Biokompatibilität keineAufnahme durchdasRES (Retikuloendothe‐ lialesSystem) Bioabbaubarkeit einfache Sterilisierbarkeit keineReinigung durchdieLunge Biokompatibilität angemessene Gebinde verursachtkeine Embolien nichtzytotoxisch, genotoxischoder immunogen
Einleitung 29 3.3.1 PolymerealsmobileWirkstofftransport‐undDepotsysteme VieleverschiedeneBiomaterialienwurdenbereitsfürihrenEinsatzals Wirkstofftransport‐ undDepotsystem,aberauchalsVerpackungsmaterialfürZellen oderEnzymegetestet.HierzuzählenMaterialienwiez.B.Alginat,124Chitosan,125‐127 Gelatine,128Fibroin,74,76,79,112,129‐131Zein,132undSpinnenseiden,99,100,102,103,133aberauch KompositmaterialienausmehrerendieserBiomaterialien.73EinVorteildieser natürlichenPolymeregegenübersynthetischenwiePEG,114PLA,119PGAoder PLG113,134,135liegtinderVerarbeitungundVerträglichkeitderMoleküle.Viele synthetischePolymerebenötigenstarkeorganischeLösungsmittelodersehrhohe TemperaturenfürihreVerarbeitung,imGegensatzzunatürlichenPolymeren,diemeist untermildenBedingungeninwässrigenLösungenverarbeitetwerdenkönnen.Des WeiterenweisenvieledernatürlichenPolymereneinehoheBiokompatibilitätund teilweiseaucheineguteBioabbaubarkeitauf,wodurchsiesichfüreinemedizinische Anwendungeignen.SynthetischePolymeresindindiesemPunktmeistimNachteil. InsbesonderePEGstehtimVerdacht,unterStressverstärktAbbaureaktionenhinzu toxischenAbbauproduktenzuzeigen.DieseundweitereallgemeineUnterschiede zwischensynthetischenundnatürlichenPolymerensindinTab.3.3zusammengefasst. Tab.3.3:AllgemeineEigenschaftennatürlicherundsynthetischerWirkstoffträgerinBezugauf pharmazeutischeAnwendungen.123,136 EigenschaftennatürlichePolymeresynthetischePolymere Bioabbaubar/metabolisierbarjateilweise HerstellungsmethodeProduktioninBioorganismenchemischsynthetisiert Reinigungsschrittemeistaufwändig meistnichtaufwendig GleichbleibendeChargenqualitätneinja möglichemolekulareVeränderungengenetisch/chemischchemisch AuslösenvonEntzündungsreaktionenkaumja Immunogenkaum ja EntfernungderTrägermaterialsausdem Organismus bioabbaubaroperativ VerschiedeneBeladungsmechanismen (elektrostatischeoderhydrophobe Wechselwirkungen,kovalenteBindungen) jateilweise Oberflächenmodifikationenvielekaum
Einleitung 30 SowohlbeinatürlichenalsauchbeisynthetischenPolymerenhandeltessichum allgemeineBegriffe,welchesehrgroßeundinhomogeneGruppenumschreiben.Aus diesemGrundsindinTab.3.4undTab.3.5einigeMitgliederdieserGruppengenauer beschriebenundcharakterisiert.Eshandeltsichhierbeiumeinevergleichende AuflistungverschiedenernatürlicherundsynthetischerPolymere,welcheimBereichdes gezieltenWirkstofftransportesgenutztwerden,sowieeinigeihrerVor‐undNachteilein BezugaufmedizinischeAnwendungen.
Einleitung31 Tab.3.4:VergleichendeAuflistungeinigersynthetischerPolymere,welchealsmobileWirkstofftransportsystemeVerwendungfinden.123 StoffklasseMaterialMorphologieVorteile Nachteile PolyesterPolyglykolsäure(PGA)‐Implantate ‐Beschichtungen ‐Partikel ‐Gerüstsysteme ‐FDA‐Zulassung ‐bioabbaubar/metabolisierbar ‐kontrollierbareDegradationsrate ‐hydrophob ‐biokompatibel ‐wasserunlöslich ‐nichtautoklavierbar ‐immunogenesPotentialistvorhanden ‐geringeToxizität ‐schlechteInteraktionmithydrophilenWirkstoffmolekülen Polylactide(PLA) Polylactid‐co‐Glycolid (PLG)137,138 Acrylbasierte Polymere Polyacrylamid(PAA) oderanderePolymereauf Acrylamid‐Basis139‐143 ‐Beschichtungen ‐Partikel ‐Hydrogel ‐Hydrogelpartikel ‐verlängerteVerweildauervonWirkstoffenimBlutsystem ‐Proteinresistent ‐keinezytotoxischenNebenreaktionen ‐biokompatibel ‐ImplantationvonHydrogelenkannzuEntzündungsreaktionen führen ‐kannzuAcrylamidabgebautwerden(durchTemperaturoder photolytischeEffekte)–lösenneurotoxischeReaktionenaus ‐nicht‐abbaubaresKarbon‐Rückgrat ‐teilweiseAkkumulationderPartikelinderLeber Silikon144Polydimethylsiloxan (PDMS) ‐Hydrogel ‐Flüssigkeit ‐Kapseln ‐Membran ‐physiologischinert ‐thermischstabil ‐oxidativstabil ‐FDA‐Zulassung ‐geringeToxizität Poly(Amino‐ säuren) 114,145,146 Polyglutaminsäure(PGS)‐Beschichtungen ‐Liposomen ‐Mizellen ‐Konjugate ‐bioabbaubarinnicht‐toxischeAminosäuren ‐verlängertdieVerweildauervonWirkstoffenimBlut ‐erhöhteLöslichkeitinWasserdurchKonjugate ‐verbesserteZellaufnahme ‐hydrophil ‐biokompatibel ‐OrganischeLösungsmittelbeiderVerarbeitung ‐könnenimOrganismuseineImmunantwortauslösen Polyhydroxyethyl‐L‐ asparagin(PHEA) Polyhydroxyethyl‐L‐ Glutamin(PHEG) SonstigePolyethylenglykol (PEG)114,147‐153 ‐Partikel ‐Kapsel ‐Liposomen/ Polymersomen ‐Mizellen ‐Konjugate ‐verlangsamteDegradationszeitdesWirkstoffes ‐verlängerteZirkulationszeitdesWirkstoffesimBlut ‐günstiginderProduktion ‐verbessertePermeabilitätundAufnahmeinZellen ‐vielePEG‐stabilisierteWirkstoffesindbereitsinUSAund Europazugelassen ‐Hypersensitivität ‐toxischeNebenproduktebeiderProduktion ‐verstärkteDegradationunterStresseinflussmöglich ‐nichtbioabbaubar ‐möglicheBeeinflussungderPharmakokinetikbeimehrfacher Verabreichung(acceleratedbloodclearence–beschleunigte
Einleitung32 ‐Beschichtung ‐biokompatibel ‐vermindertdieInteraktionmitKomponentendesBlutes ‐reduziertdiePartikelaggregation ‐dieenormeGrößenvarianzderPEG‐Moleküle(400Dabis 50kDafürmedizinischeAnwendungen)machtsiefürdie KopplungverschiedenerMoleküleinteressant(z.B. Proteine,Polypeptide,DNS,RNS…) Blutreinigung) ‐durchOxidationentstehentoxischeMetabolite,insbesonderebei PEGmitkleinemMolekulargewicht Polyethylenimin(PEI)154,155‐nichtviraleVektorSysteme ‐verzweigteoderlineare Molekülemit unterschiedlichen Molekulargewichten ‐Partikel ‐verhältsichwieeinProtonenschwamm ‐besondersgeeignetfürdenGen‐Transport ‐durchdievielenAmino‐Gruppeneröffnensichviele Anwendungsgebiete(chemischeModifikationen) ‐kationisch ‐starkzytotoxisch ‐schlechteBlutverträglichkeit ‐bisherkonntekeinkontrollierterWirkstofftransportzumZielort erreichtwerden
Einleitung33 Tab.3.5:VergleichendeAuflistungverschiedenernatürlicherPolymere,welchealsmobileWirkstofftransportsystemeVerwendungfinden.123 StoffklasseMaterialMorphologieVorteile Nachteile Polysaccharide mikrobiellen Ursprungs Chitosan undseineDerivate126,136,156‐163 Polyamino‐saccharid,ausN‐ Acetylglucosamin‐resten ‐Partikel ‐Beschichtungen ‐Granulat ‐Hydrogel ‐Fasern ‐Filme ‐Molekulargewicht:5‐540kDa ‐einfacheVerarbeitunguntermildenBedingungen ‐biokompatibel ‐bioabbaubar ‐bioadhäsiv/mukoadhäsiv ‐pHsensitiv ‐kationisch ‐kannvernetztwerden ‐fürdenTransportvonProteinengeeignet ‐wasserlöslich ‐blutstillend ‐wundheilungsfördernd ‐saurerpH‐WertlöstdasNetzwerkauf ‐QuellverhaltenistvompH‐Wertabhängig ‐untermildenBedingungenhergestelltePartikel sindmeistsehrgroß(1‐2mm) ‐VernetzungsreaktionenmitGlutaraldehydsind biomedizinischproblematisch Dextran oderseineDerivate136,164 PolysaccharideausderKlasseder ‐D‐ Glucane ‐Hydrogele ‐Kapseln ‐Molekulargewicht:10‐150kDa ‐gleichmäßigeWirkstofffreisetzung ‐bioabbaubar ‐biokompatibel ‐chemischeModifikationensindmöglich ‐autoklavierbar ‐wasserlöslich ‐chemischesundphysikalischesVernetzenistmöglich ‐löstsichunvernetztinwässrigerUmgebungauf Polysaccharide menschlichen odertierischen Ursprungs Heparin undseineDerivate136,165 Polysaccharid,ausD‐Glucosaminund Uronsäuren ‐Kapseln ‐elektrostatische Komplexe ‐Gele ‐anionisch ‐3‐50kDa ‐antithrombotisch ‐gerinnungshemmend ‐bioabbaubar ‐löstsichunvernetztinwässrigerUmgebungauf
Einleitung 40 3.5 Zielsetzung NatürlicheSpinnenseideistfürihreguteBiokompatibilität,Bioabbaubarkeitundihre außerordentlichenmechanischenEigenschaftenbekannt.Bereitsseithundertenvon JahrenfindetSieinverschiedenenBereichenAnwendung,unterandereminderMedizin zurWundversorgungundalsNahtmaterial. DurchdierekombinanteHerstellungvonSpinnenseidenproteinenistesnunmöglich, dieseingroßemMaßstabherzustellenundinverschiedeneMorphologienzu überführen,welcheinunterschiedlichenmedizinischenundtechnischenBereichen Anwendungfindenkönnen. SeidenpartikelwurdenbereitsalsmöglicheWirkstofftransportsystemecharakterisiert unddasBe‐ undEntladeverhaltenanalysiert.Letztereswarbeigutwasserlöslichen Wirkstoffenzuschnell,umdieSeidenpartikelalsWirkstofftransportereinsetzenzu können.HiersolltedurchzusätzlicheVernetzungsprozesseundneue BelademechanismeneinebessereBeladungundeineverlängerte Wirkstofffreisetzungsdauererzieltwerden.HierfürwurdeRhodaminBals Modellwirkstoffverwendet.DapartikuläreSystemesowohlalsTransportsystemeim medizinischenBereichalsauchalsmöglicheFüllstoffeinKompositmaterialieneiner starkenmechanischenBeanspruchungausgesetztsind,isteswichtig,dasmechanische VerhaltenderPartikelzubestimmen.UnterVerwendungderColloidalProbeTechnique wurdensowohldiemechanischenEigenschaftenalsauchdieOberflächeneigenschaften derPartikelanalysiert.MitHilfederdarausgewonnenDatenkönnenmögliche Anwendungsbereichebesserausgewähltundcharakterisiertwerden. DieOptimierungderHerstellungvonKapselnausdemrekombinanten SpinnenseidenproteineADF4(C16)stellteeinenweiterenSchwerpunktdieserArbeitdar. DieHerstellungvonKapselnistbereitsseitmehrerenJahrenbekanntundpubliziert, allerdingskonntebislangkeinebiomedizinischrelevanteAnwendungderKapseln gezeigtwerden.DerherkömmlicheHerstellungsprozessbasiertjedochaufder VerwendungdesalsgesundheitsgefährdendeingestuftenToluols.Ineinemneuen ProzesssollteToluoldurchdasunbedenklicheSilikonölersetztwerden,ummittels dieserneuenHerstellungsvarianteeingeeignetesVerpackungssystemfüraktive
Einleitung 41 WirkstoffeundEnzymezugenerieren.DieswurdeamBeispiel‐Galaktosidasegezeigt. DesWeiterensolltegezeigtwerden,dassdasEnzymauchnachdemHerstellungsprozess nochaktivistunddurchdieProteinhüllevorProteasengeschütztwird.Zusätzlichsollte einenachträglicheAktivierungverkapselterEnzymeerprobtwerden,wodurchsichneue AnwendungsgebieteinMedizinundBiotechnologieaufzeigenwürden.Ummöglichst homogeneKapselnherzustellen,solltezudemdieMikrofluidikalsHerstellungsmethode getestetwerden. UmrekombinantinBakterienhergestellteProteineimmedizinischenBereichanwenden zukönnen,mussdieSterilitätderProteinebzw.desfertigenProduktsgewährleistet sein.AusdiesemGrundwurdenverschiedenebekannteSterilisationsverfahrenim HinblickaufihreAuswirkungenaufeADF4(C16)hingetestetundanalysiert.
MaterialundMethoden 43 4 MaterialundMethoden 4.1 Material 4.1.1 Chemikalien Sofernnichtandersangegeben,wurdenalleweiterenverwendetenChemikalienvon denFirmenCarlRothGmbH&Co.KG,Karlsruhe,DeutschlandoderMerckKGaA, Darmstadt,Deutschland,mitdemReinheitsgradp.a.bezogen.ZurHerstellungvon LösungenundPuffernwurdeultrareinesWasserauseinerMilli‐Q‐Anlage(Millipore, Billerica,MA,USA)verwendet. ChemikalienFirma (2,2´‐bipyridyl)dichlororuthenium(II)Sigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland 3‐AminopropyldiisopropylethoxysilanSigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland Ameisensäure,p.a.Sigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland Ethanol,p.a.VWRInternationalGmbH,Darmstadt,Deutschland Fluoreszeinisothiocyanat‐Dextran (Molekulargewichte:3‐5kDa,20kDa,40kDa) Sigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland Fluoreszein‐NHSThermoScientificInc.,Waltham,MA,USA GlyzerinSigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland Hellmanex®IIIHellmaGmbH&Co.KG,Mühlheim,Deutschland Klebstoff,2‐Komponenten(UHUEndfest300) UHUGmbH&Co.KG,Bühl,Deutschland Klebstoff,UV‐härtend(NorlandOpticalAdhesives Nr.63) NorlandProducts,Cranbury,NJ,USA MethanolSigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland o‐Nitrophenyl‐‐D‐galactopyranosidSigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland PolydimethylsiloxanSylgard184 DowCorningGmbH,Wiesbaden,Deutschland Sigmacote®Sigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland
MaterialundMethoden 44 4.1.2 Materialien AlleweiterenVerbrauchsmaterialienwurdenvonderFirmaVWRInternationalGmbH, Darmstadt,Deutschland,bezogen. MaterialFirma Aluminiumoxid‐TiegelfürTGAMettler‐ToledoGmbH,Gießen,Deutschland Aluminium‐TiegelfürDSCMettler‐ToledoGmbH,Gießen,Deutschland Dialysemembran(6‐8kDa)Spektra/Por,RanchoDominuez,CA,USA Feindosierungsspritze1ml(Injekt®FSolo)B.BraunMelsungenAG,Melsungen,Deutschland Einmalspritzen4ml(Omnifix®Solo) B.BraunMelsungenAG,Melsungen,Deutschland EppendorfReaktionsgefäß(Safe‐Lock)1,5ml,2mlEppendorfAG,Hamburg,Deutschland Mikrotiterplatte96‐well,schwarzNalgeNuncInternational,Rochester,NY,USA Mikrotiterplatte24‐well,klarNalgeNuncInternational,Rochester,NY,USA Platine(unbearbeitet)BungardElektronikGmbH&Co.KG,Windeck, Deutschland Polystyrol‐Röhrchen(15ml,45ml)GreinerBio‐OneGmbH,Frickenhausen, Deutschland PVDF‐MembranGEHealthcareGmbH,München,Deutschland OriginalPerfusor®‐Leitung,PEB.BraunMelsungenAG,Melsungen,Deutschland QuarzglasSuprasilKüvettenHellmaGmbH&Co.KG,Mühlheim,Deutschland REM‐ProbenhalterAgarScientificLtd.,Essex,UK Silikat‐Kugeln(20‐50µm)(Mikromechanik)PolysciencesEuropeGmbH,Eppelheim, Deutschland Silikat‐Kugeln(direkteKraftmessungen),LudoxAM 30 Sigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland Thermanox™plasticcoverslipsNalgeNuncInternational,Rochester,NY,USA Whatman®Chromatographiepapier3MMCHRCarlRothGmbH&Co.KG,KarlsruheDeutschland 4.1.3 GrößenstandardsundKits Molekulargewichtsstandard: ColorPlusPrestainedProteinMarker7‐175kDa (NewEnglandBiolabs,Frankfurta.M.,Deutschland) ECLwesternblotdetectionkit:AmershamBiosciences,Piscataway,NJ,USA
MaterialundMethoden 45 4.1.4 ProteineundAntikörper Antikörper:T7‐TagHRPconjugate(Novagen,Madison,WI,USA) ausderMaus,Verdünnung:1:10000inPBSmit1% (w/v)Milchpulver EndoproteinaseAspNSequencinggrade,ausPseudomonasfragimutant, RocheDiagnosticsGmbH,Mannheim,Deutschland ‐Galactosidase:GradeVI,Sigma‐AldrichChemieGmbH,Steinheim, Deutschland ‐GalactosidaseFragmente:ED28(Peptid)undEA22(Akzeptor) beide‐Komplementations‐Untereinheitenwurden vonDr.AlfonsNichtl(RocheDiagnosticsGmbH, Penzberg,Deutschland)synthetisiert. RekombinanteSpinnenseidenproteine,basierendaufADF4(A.diadematus): RekombinantesSpinnenseidenproteinMolekulargewicht Quelle eADF4(C8)24,6kDaDanielHümmerich eADF4(C16)47,7kDaDanielHümmerich eADF4(C32)93,8kDaDanielHümmerich 4.1.5 PufferundLösungen SDS‐PAGE Trenngelpuffer(4x): 1,5MTris/HCl(pH8,8),0,8%(w/v)SDS Sammelgelpuffer(2x): 250mMTris/HCl(pH6,8),0,4%(w/v)SDS Auftragspuffer(5x)(Lämmli):10%(w/v)SDS,50%(v/v)Glyzerin,300mM Tris/HCl(pH6,8),0,05%(w/v)Bromphenolblau, 25%(v/v)2‐Mercaptoethanol Laufpuffer(10x):250mMTris/HCl(pH8,8),2MGlyzin(v/v), 1%(w/v)SDS
MaterialundMethoden 46 ZusammensetzungderSDS‐Gele 5%Sammelgel:Sammelgelpuffer(1x),5%Acrylamid‐Bisacrylamid‐ Stammlösung,0,2%(w/v)SDS,0,13%(w/v)APS, 0,066%(v/v)TEMED 12%Trenngel:Trenngelpuffer(1x),12%Acrylamid‐Bisacrylamid‐ Stammlösung,0,1%(w/v)SDS,0,065%(w/v)APS, 0,033%(v/v)TEMED Silberfärbung FixierlösungI(FixI): 30%(v/v)Ethanol,10%(v/v)Essigsäure FixierlösungII(FixII):0,4MNatriumacetat(pH6,0),0,5%(v/v)Eisessig, 30%(v/v)Ethanol,0,1%(w/v)Na2S2O3 Silberfärbelösung: 6mMAgNO3,0,025%(v/v)Formaldehyd Entwicklerlösung: 0,35MNa2CO3,0,04%(v/v)Formaldehyd Stopplösung: 50mMEDTA,pH7,5 WesternBlot Transferpuffer:48mMTris,39mMGlyzin,1,3mMSDS, 20%(v/v)Methanol PBS:4mMKH2PO4,16mMNa2HPO4*2H2O,115mMNaCl (pH7,4) Blocking‐Reagenz: PBS‐Puffermit5%(w/v)Milchpulver SonstigeLösungen PufferZ:100mMNa3PO4(pH7),10mMKCl,1mMMgSO4,50mM 2‐Mercaptoethanol Matrix‐Lösung:20mg/mlSinapinsäurein50%Acetonitril, 0,1%TrifluoressigsäureinH2O
MaterialundMethoden 47 Ätzlösung(Platine): 20%H2O,20%HClkonzund10%H2O2 4.1.6 Geräte GerätModellFirma Blot‐ApparaturFastblotB44Biometra,Göttingen, Deutschland Cantileverhart:NSC14 weich:NSC36/CSC17 NSC12(silikon) SNL‐10(Silikon‐Nitrit) MikroMasch,Tallinn,Estland BrukerCorporation,Bremen, Deutschland ExsikkatorNovusmitTubusdeckelVWRInternationalGmbH, Darmstadt,Deutschland FeuchtigkeitsanalysegerätIGASorpHidenAnalytical,KochelamSee, Deutschland FluoreszenzimagerEttanDIGEGEHealthcare,München, Deutschland FluoreszenzmikroskopLeicaDMI3000BLeicaMicrosystemsGmbH, Wetzlar,Germany FluoreszenzspektrometerFP‐6500JascoGmbH,Essex,UK FTIR‐SpektrometerTensor27IR‐Spektrometer Detektor:MCT Messeinheit:MIRacle GermaniumATRKristall BrukerCorporation,Bremen, Deutschland GelelektrophoreseapparaturMightySmallIISE250basicHoeferInc.,Holliston,Ma,USA HochdruckhomogenisatorPanda2KGEANiroSoavi,Lübeck, Deutschland KonfokalesLaser‐Scanning‐ Mikroskop DMI6000CS Scankopf:TCSSP5 LeicaMicrosystemsGmbH, Mannheim,Deutschland LichtmikroskopmitSchwarz‐ Weiß‐Kamera LeicaDMI3000B(Mikroskop) LeicaDFC340FX(Kamera) LeicaMicrosystemsGmbH, Wetzlar,Deutschland LyophilleAlpha1‐2LDplusMartinChrist Gefriertrocknungsanlagen GmbH,OsterodeamHarz, Deutschland KalorimeterDSC/SDTA821eMettlerToledo,Gießen, Deutschland MassenspektrometerBrukerReflexIIIBrukerCorporation,Bremen, Deutschland
MaterialundMethoden 48 OfenHeraeusFunctionLineThermoScientificInc.,Waltham, MA,USA pH‐MeterLab850SIAnalyticsGmbH,Mainz, Deutschland PipettenEppendorfResearchEppendorfAG,Hamburg, Deutschland PlatereaderMithrasLB940BertholdTechnologies, Sprendlingen,Deutschland Rasterelektronenmikroskop1540ESBCrossBeamCarlZeiss,Oberkochen, Deutschland LEO1530VP‐FESEMCarlZeiss,Oberkochen, Deutschland Rasterkraftmikroskopmit inversemoptischenMikroskop NanoWizard®I(AFM) Axiovert200(Mikroskop) JPKInstruments,Berlin, Deutschland CarlZeissMicroImaging,Jena, Deutschland RasterkraftmikroskopMFP‐3DAsylumResearch,CA,USA RollenschüttlerStuartSRT1BibbyScientificLimited,Stone, Staffordshire,UK SpektrophotometerNanoDropND‐1000ThermoScientificInc.,Waltham, MA,USA SpritzenpumpenHarvard33HarvardApparatus,Holliston, MA,USA Thermogravimeter SDTA861eMettler‐ToledoGmbH,Gießen, Deutschland ThermomixerThermoCompact/ComfortEppendorfAG,Hamburg, Deutschland ÜberkopfschüttlerIntelliMixerneoLabMiggeLaborbedarf VertriebsGmbH,Heidelberg, Deutschland UltrazentrifugeOptimaMAX‐XPBeckmanCoulterInc,Brea,CA, USA UV/Vis‐SpektrometerCary50BioVarian,Darmstadt,Deutschland VortexSchüttlerVV3VWRInternationalGmbH, Darmstadt,Deutschland WaagenCPA225DSartoriusAG,Göttingen, Deutschland OhausPioneer VWRInternationalGmbH, Darmstadt,Deutschland ZentrifugenHeraeusBiofugeprimoR HeraeusFresco17 HeraeusPico17 ThermoScientificInc.,Waltham, MA,USA
MaterialundMethoden 49 HeraeusMultifuge3SR+ SorvallRC6plus Zetaview ZetaviewPMX100ParticleMetrixGmbH, Meerbusch,Deutschland 4.1.7 Computerprogramme AdobeIllustratorCS5:AdobeSystems,SanJose,CA,USA AdobePhotoshopCS5:AdobeSystems,SanJose,CA,USA AdobeReader9.0: AdobeSystems,SanJose,CA,USA ImageJ1.45s:WayneRasband,NationalInstituteofHealth,Bethesda, MD,USA LeicaApplicationSuite:LeicaMicrosystemsGmbH,Wetzlar,Deutschland MicrosoftOffice2007:MicrosoftCorporation,Redmond,WA,USA OriginPro8.1G: OriginLabCorporation,Northampton,MA,USA OPUSsoftware: BrukerAXSInc.,Madison,WI,USA StareSoftware: MettlerToledo,Gießen,Deutschland ExPASy‐SIBBioinformaticsResourcePortal: https://expasy.org 4.2 ReinigungderrekombinantenSpinnenseidenproteine BeidenindieserArbeitverwendetenProteinenhandeltessichumamLehrstuhl BiomaterialienetablierteKonstrukte.DieFermentationundErntedertransformierten E.coliBakterienim30LMaßstabwurdevonAndreasSchmidtundJohannesDiehl durchgeführt.DiegeerntetenBakteriensuspensionenwurdenanschließendim schockgefrorenenZustandbereitgestellt. DieReinigungallerverwendetenrekombinantenSpinnenseidenproteinewurdeanalog desfüreADF4(C16)etabliertenProtokollsdurchgeführt.98IneinemerstenSchritt wurdendieZellpelletsaufgetaut.AlleweiterenSchrittewurden,biszurFällungdes
MaterialundMethoden 56 denAnalysatoreingespeistunddetektiert.BeidemhierverwendetenDetektorhandelt essichumeinenFlugzeitanalysator.DurchAnlegeneinerBeschleunigungsspannung wanderndieProteinionenimelektrischenFeld,wobeidieFlugzeitinAbhängigkeitdes Masse‐zu‐Ladungsverhältnissesdargestelltwird.201,208 IndieserArbeitwurdeMALDI‐TOFeingesetzt,umdenEinflussverschiedener SterilisationsmethodenaufeADF4(C16)Proteinenachzuweisen.Fürdie ProbenvorbereitungwurdenProteineinwässrigerLösungmitderMatrix‐Lösungauf eineKonzentrationvon20µMin5mMTris/HCl(pH8)verdünnt.Die massenspektrometrischeUntersuchungmittelsMALDI‐TOFwurdeaneinemGerätder FirmaBrukeramLehrstuhlMakromolekulareChemieIIderUniversitätBayreuth durchgeführt.DiesesGerätistausgestattetmiteinem337nmN2‐Laserimlinearen ModusundeinerBeschleunigungsspannungvon20kV. 4.5 ProteinpräparativeMethoden 4.5.1 Dialyse FürvielederbiochemischenAnalysen,aberauchfürproteinpräparativeMethoden, werdendiesterilisierteneADF4ProteineindenaturierterForminwässrigerLösung verwendet.UmdialysiertesProteinineinewässrigeLösungzuüberführen,wurdedieses in6MGdmSCNca.30mindenaturiertundanschließendinDialyseschläuchemiteiner molekularenAusschlussgrößevon6.000–8.000Daüberführt.DieDialyseerfolgteüber Nachtgegeneinenmindestens1.000‐fachenVolumenüberschuss10mMTris/HCl(pH8) oder10mMHEPES(pH8)(jenachspätererVerwendung)beiRaumtemperatur.Der verwendetePufferwurdewährenddessenmindestensvierMalgewechselt.Nach beendenderDialysewurdedieProteinlösungabzentrifugiert(60min,186.000xg, 15°C),ummöglicheAggregatezusedimentieren.Diedialysierten,wässrigen ProteinlösungenwurdenbiszuihrerweiterenVerwendungbei4°Cgelagert. 4.5.2 ChemischeKopplungvon5(6)‐CarboxyfluoresceinN‐hydroxysuccinimid‐Ester (NHS‐Fluoreszein)aneADF4(C16) NHS‐EsterkönnenunterAbspaltungvonN‐HydroxysuccinimidanprimäreAminebinden. eADF4ProteineverfügenübereineN‐terminaleAmin‐Gruppe,welchesichfür KopplungsreaktionenmitNHS‐Estereignen.DurchdenEinsatzvonfluoreszierenden
MaterialundMethoden 57 NHS‐Derivatenistessomitmöglich,unterschiedlicheFluoreszenzfarbstoffeN‐Terminal aneADF4(C16)zukoppeln.IndervorliegendenArbeitwurdeNHS‐Fluoreszein verwendet.FürdieKopplungsreaktionwurdeein20‐fachermolarerÜberschussdes NHS‐Fluoreszein(20mMinDMF)mitderwässrigeneADF4(C16)Lösungin10mM HEPES‐Na(pH8)für2StundenunterLichtausschlussinkubiert.Anschließendwurdedas Proteinmit1MKaliumphosphat(pH8)gefällt,dasnicht‐gekoppelteNHS‐Fluoreszein bliebhierbeiinLösung.DurchZentrifugationwurdedaspräzipitierteProtein anschließendsedimentiertunddreiMalmitH2OMQgewaschen.ImAnschlussdaran wurdedasProteingefriergetrocknet.DieweitereVerwendungdesProteins (Denaturierung,Dialyse)erfolgteanalogzudennicht‐fluoreszierendeneADF4Proteinen (Kapitel4.5.1). 4.6 ProteinverarbeitendeMethoden‐Partikel 4.6.1 HerstellungvonMikropartikeln DieHerstellungvonMikropartikelnausdenrekombinantenSpinnenseidenproteinen eADF4(C8),eADF4(C16)undeADF4(C32)beruhtaufdergezieltenPräzipitationder ProteinemitkosmotropenSalzen.DerpostulierteMechanismusder PartikelassemblierungistinKapitel3.2.2.1,Abb.3.6zusammengefasst.DieGrößeder präzipitiertenPartikelistabhängigvonderProteinkonzentrationinderwässrigen LösungundderMixintensitätwährenddesPräzipitationsschrittes.103,104Fürdie HerstellungvonPartikelnmiteinemDurchmesserzwischen400und600nm,wurdeeine 50µMProteinlösung(in10mMTris/HCl,pH8)nachderDialysedurchResuspendieren (Pipette)mit2MKaliumphosphat(pH8)imVerhältnis1:1innerhalbwenigerMinuten ausgefällt.UmPartikelmiteinemDurchmessergrößerals1µmherzustellen,erfolgte derPräzipitationsschrittlangsamer.HierfürwurdediewässrigeProteinlösung45min gegendas100‐facheVolumen1Mbzw.2MKaliumphosphat(pH8)bei Raumtemperaturdialysiert.DiepräzipitiertenPartikelwurdennachderHerstellung abzentrifugiert(10min,17.000xg,20°C)undjenachAnwendungdreiMalmitH2OMQ bzw.mit10mMTris/HCl(pH8)gewaschen.
MaterialundMethoden 58 4.6.2 ChemischeVernetzungdereADF4Partikel DiechemischeVernetzungdereADF4PartikelerfolgtemitdemvonFancyundKodadek beschriebenenProzess(Abb.4.1).209BeidieserVernetzungsstrategiewerdendurch Rubpy((2,2´‐bipyridyl)dichlororuthenium(II))undAPS(Ammoniumpersulfat)Proteine überaromatischeSeitenkettenvernetzt.RubpyundAPSwirkenhierbeialsInitiatoreiner radikalischenReaktion(Abb.4.1).DiesgeschiehtüberdiePhotolysevonRubpyin AnwesenheitvonAPSmitLichtimsichtbarenBereich(452nm).DadurchentstehtRu(III), einsehrwirkungsvollesEin‐Elektronen‐OxidantundeinSulfat‐Radikal.Ru(III)kannleicht aromatischeProteinseitenkettenoxidieren,wodurcheinRadikalentsteht,welches gegebenenfallsmehrere,inräumlicherNähebefindlichearomatischeGruppenangreifen kannunddadurchzustabilenC‐C‐BindungenundKopplungvonArenenführt.209Diese VernetzungsstrategieeignetsichgutfürdieeADF4‐Moleküle,dajedesC‐Modulzwei Tyrosinebesitzt,welcheaufdieseWeisedurchdieBildungvondi‐Tyrosineninter‐und intramolekularvernetztwerden. Abb.4.1:PostulierteVernetzungsstrategievonaromatischenAminosäurendurchAPSundRubpy.209Durch LichtwirdRubpyinderAnwesenheitvonAPSoxidiert,dadurchkönnendieAromatenebenfallsoxidiert
MaterialundMethoden 59 werdenundeineradikalischeReaktionstarten.ImFallvoneADF4kommtesdadurchzurAusbildungvon di‐Tyrosinen. Eswurdebereitsgezeigt,dassRubpyundAPSunterschiedlicheAssemblierungsformen voneADF4(C16)chemischvernetzenkönnen,dazuzählenHydrogele210,211und Kapseln.100SowohlbeiHydrogelenalsauchbeiKapselnisteineverbessertechemische undenzymatischeStabilitätbeobachtetworden,beidenHydrogelenkonntenzusätzlich VeränderungenimrheologischenVerhaltenerzieltwerden,diezuvornichtgegeben waren.100,210 IndervorliegendenArbeitwurdeeinzweifachermolarerÜberschussRubpyundein200‐ facherÜberschussAPSentwederdirektmitderwässrigenProteinlösungvermischtund zusammenausgefällt(co‐Präzipitation)odermitbereitsgebildetenPartikelnüberNacht imDunkelninkubiert,sodassdieVernetzermoleküleindiePartikelhineindiffundieren konnten.DerVernetzungsprozessbeiderRoutenwurdedurchLichtimsichtbaren Bereichinitiiert.HierfürwurdendiePartikel2minmiteinerhandelsübliche Wolframlampebestrahlt.AnschließendwurdendiechemischvernetztenPartikel abzentrifugiert(10min,17.000xg,20°C)unddreiMal,jenachspätererAnwendung, entwedermitH2OMQ,mit10mMTris/HCl(pH8)odermit10mMTris/HCl(pH8)+ 50µMRhodaminB(Kapitel4.6.4)gewaschen.DieLagerungdervernetzenPartikel erfolgteimDunkelnbei4°C. 4.6.3 AnalysedesEinflussesderVernetzungaufdiechemischenStabilitätvon eADF4(C16)Partikeln IndiesemVersuchsolltenuneinmöglicherEinflussderVernetzungmitRubpyundAPS aufdiechemischeBeständigkeitvoneADF4(C16)Partikelngegenüber6MGdmSCN, Ameisensäure,HFIP,8MGdmClund10mMTris/HCl(pH8)analysiertwerden.Hierfür wurdenPartikelmiteinemDurchmesserzwischen400und600nmaus10nmol eADF4(C16)Lösungpräzipitiertundanschließendbei37°Cindenjeweiligen Lösungsmitteln(400µl)inkubiert.Jeweilsnach6hundnach25hwurdendieProben abzentrifugiert(10min,17.000xg,20°C)unddieGrößedersedimentierten Proteinpartikelpelletsoptischbestimmt.DieresultierendenPartikelwurdenzusätzlich elektronenmikroskopischanalysiert(Kapitel4.9.3).
MaterialundMethoden 60 4.6.4 BeladungvoneADF4(C16)Partikeln AlsModell‐WirkstoffmolekülfürdieVersuchezurBeladungvoneADF4(C16)Partikeln wurdeRhodaminBverwendet(Abb.4.2).Eshandeltsichhierbeiumeinengut wasserlöslichen,fluoreszierendenXanthen‐FarbstoffmiteinemMolekulargewichtvon 479Da,welcherinsbesondereimBereichderkontrolliertenWirkstofffreisetzungund WirkstoffverpackunghäufigalsModellsystemverwendetwird.74,212,213 Abb.4.2:StrukturformelvonRhodaminB. DieBeladungderPartikelmitRhodaminBerfolgteaufzweiArten.Entwederwurden 50µMRhodaminB‐Lösung(in10mMTris/HClpH8)mitbereitspräzipitiertenPartikeln überNachtimDunkelninkubiert,sodassdieFarbstoffmoleküleindiePartikelhinein diffundierenkonnten,oderdiegleicheMengeRhodaminBwurdezusammenmitdem gelöstenProteinauseinerwässrigenLösungco‐präzipitiert.FürbeideMethoden wurdenPartikelaus10nmoleADF4(C16)ausgefällt.Diezweiverschiedenen BeladungsartenwurdenmitvernetztenundmitunvernetztenPartikelndurchgeführt. BeidenvernetztenPartikelnwurdezusätzlichunterschieden,obdiePartikelzum ZeitpunktdesBeladensbereitsvernetztwarenodernicht,bzw.obdie Vernetzermolekülemitco‐präzipitiertwurdenodernicht(Abb.5.1).FürdieBestimmung deraufgenommenenRhodaminBMengenwurdendiebeladenenPartikeldurch Zentrifugation(5min,17.000xg,15°C)sedimentiertundderÜberstandabgenommen. 100µldesÜberstandswurdenanschließendineineschwarze96‐wellMikrotiterplatte überführtundphotometrischamPlatereaderanalysiert(Emission, Anregungswellenlänge:530nm,Emissionswellenlänge:600nm).Dieverwendete50µM RhodaminB‐Lösungwurdehierbeials100%Beladungangenommen.Umausden darausresultierendenWertendieMengeanaufgenommenemRhodaminBzu bestimmen,wurdeeineEichgeradeerstellt.Beidenmittelsco‐Präzipitationbeladenen
MaterialundMethoden 61 PartikelnwurdederVerdünnungsfaktordurchdieKaliumphosphat‐Lösung berücksichtigtundebenfallseineentsprechendeEichgeradeerstellt. 4.6.5 WirkstofffreisetzungauseADF4(C16)Partikeln UmdieMengeanRhodaminBbestimmenzukönnen,dieausdeneADF4(C16)Partikeln freigesetztwurde,wurdendiebeladenenPartikelin200µl10mMTris/HCl(pH8) (Puffer)überführtundresuspendiert.HierfürwurdenPartikelverwendet,dieaufzwei verschiedeneArtenbeladenwurden,durchDiffusionunddurchco‐Präzipitation. ZusätzlichwurdendieVersuchemitvernetztenPartikelndurchgeführt.Nachjeweils 30minInkubationszeitimPufferwurdendiePartikelabzentrifugiert(5min,17.000xg, 15°C)undderÜberstandabgenommen.DiesedimentiertenPartikelwurden anschließendsofortinfrischemPufferresuspendiertunddieRhodaminB‐Freisetzung weiterverfolgt.100µldesabgenommenenÜberstandswurden,ebensowiebeider BeladungderPartikel,photometrischamPlatereaderinschwarzen96‐ wellMikrotiterplattenanalysiert(vgl.Kapitel4.6.4).DieBestimmungderMengean freigesetztemRhodaminBerfolgtealle30minübereinenZeitraumvon240minund wurdeunterZuhilfenahmeeinerEichgeradenanalysiert.FürdieBestimmungder FreisetzungskinetikwurdendieRhodaminBMengennachderFreisetzungaddiert,so dassnach240mindeutlichwurde,wievielRhodaminBsichnochindenPartikeln befand. 4.7 ProteinverarbeitendeMethoden‐Kapseln 4.7.1 Kapselherstellung GrundlagefürdieKapselbildunganeinerÖl‐Wasser‐Grenzflächeistderamphiphile CharaktervoneADF4(C16).DadurchlagertsichdasProteinbevorzugtanderÖl‐Wasser‐ Grenzschichtan,wodurchdieFilmbildunganderGrenzflächebegünstigtwird.Die HerstellungvonKapselnauseADF4(C16)basiertaufeinemProtokollvon Hermansonetal(Abb.3.7).100DiesesbeschreibtdieKapselherstellungdurch GrenzflächenpolymerisationdesProteinsaneinerToluol‐Wasser‐Grenzfläche. IndieserArbeitwurdedasProtokollfürdieVerwendungvonSilikonölmodifiziert.Bei Silikonölenhandeltessichumklare,farbloseundchemischinertehydrophobe Flüssigkeiten.SilikonölesindpolymerisierteMethylsiloxane,dieimGegensatzzuToluol
MaterialundMethoden 62 nichtgesundheitsgefährdendsindunddahergefahrlosfürmedizinische, pharmazeutischeoderkosmetischeAnwendungenverwendetwerdenkönnen.Ein weitererVorteilliegtinderVielseitigkeitdesÖls.Silikonölewerdeninverschiedenen Vikositätenangeboten,sodassderEinflussderViskositätaufdiejeweiligeAnwendung erprobtwerdenkann,ohnegleichzeitigweiterechemischeParameterzuverändern. FürdieHerstellungvoneADF4(C16)KapselnwurdendieSilikonöleM5(5mm2s‐1, niedrigviskos),M100(100mm2s‐1,mittelviskos)undM500(500mm2s‐1,mittelviskos) erprobt. DiemodifizierteMethodebasiertaufderHerstellungeinerEmulsionausrekombinanten SpinnenseidenproteineninwässrigerLösungundSilikonöl.DurchVermischenvon500µl Silikonölmit5µlwässrigerProteinlösungmiteinerKonzentrationvon3‐7mg/mlfür 45sekmiteinemVortexerbildetesicheineEmulsion.Diegebildetenkapselartigen StrukturensankenimEppendorfReaktionsgefäßaufdenBodenab,sodassderSilikonöl‐ Überstandabgenommenwerdenkonnte.DurchResupendierenderrestlichenEmulsion in200µl50%Ethanolp.a.fandeineStrukturänderungderProteineinderKapselhülle hinzueinemhöheren‐Faltblattanteilstatt.DadurchwurdedieKapselhüllestabilisiert unddieKapselnkonnteninH2OMQüberführtundgewaschenwerden.Dieserfolgtein 24‐wellMikrotiterplatten,wobeijederAnsatzauseinem1,5mlEppendorf Reaktionsgefäßineineinzelneswellüberführtwurde. DieLagerungderKapselnerfolgteinWasserin24‐wellMikrotiterplattenbei4°C.Der ErfolgderKapselherstellungwurdelichtmikroskopischüberprüft. UmKapselnfluoreszenzmikroskopischundmittelsCLSManalysierenzukönnen,wurde derwässrigeneADF4(C16)LösungvorderKapselherstellungFluoreszein‐markiertes eADF4(C16)imVerhältniseADF4(C16)zueADF4(C16)‐Fluoreszein20:1zugesetzt (Kapitel4.5.2).DiefluoreszierendenKapselnwurdenunterLichtausschlussgelagert. 4.7.2 HerstellungvonKapselnmitMikrofluidik DieKapselherstellungmittelsMikrofluidikwurdezueinemgroßenTeilvonBernhard KaufmannwährendseinerStudienarbeitamLehrstuhlBiomaterialienuntermeiner Anleitungdurchgeführt.DaunszudiesemZeitpunktkeinReinraumzurVerfügungstand,
MaterialundMethoden 63 wurdendiePDMS‐ChipsamLehrstuhlBiomaterialiengegossen,diePlatinenhierfür wurdenamLehrstuhlfürMess‐undRegeltechnik(UniversitätBayreuth)unterAnleitung vonAnnetteHackerbelichtetundgeätzt.DieHerstellungdermitGlasverschlossenen PDMS‐ChipsundderentsprechendenPlatinenwurdevonMartinTrebbin(Lehrstuhl PhysikalischeChemieI,UniversitätBayreuth)übernommen. 4.7.2.1 HerstellungeinerPhotomaskeundPlatine FürdieHerstellungderPhotomaskewurdedasgewünschteLayoutmittelseines LaserdruckersinmehrerenSchichtenaufeinedurchsichtigeFoliegedruckt(5x).214 MehrereSchichtensindnotwendig,umeineguteDeckkraftdesDruckertonerszu gewährleistenundsomitdieLichtdurchlässigkeitandenbedrucktenStellenzu verringern.UmeineoptimaleAuflösungderStrukturenzuerhalten,wurdedas gewünschteLayoutineinemVektorgrafikformatgespeichert,diein(Abb.5.28) abgebildeteStrukturwurdemitdemTextsatzsystemLATEXerstellt.DerQuellcode hierzukanninderStudienarbeitvonBernhardKaufmannoderimAnhangnachgelesen werden. FürdieHerstellungderPlatinemiterhabenenKanalstrukturen,wurdeeine unbearbeitetePlatineverwendet,welcheauseinermitKupfer(70µm)beschichteten Epoxydharzplattebesteht.DieDickederKupferschichtstelltspäterdiemaximale KanalhöheimfertigenPDMS‐Chipdar.AufdieKupferschichtisteinepositive Photolackschichtaufgebracht.UmdiedesignteKanalstrukturaufdiePlatinezu übertragen,wurdediePhotomaskeaufdiePlatinegelegtund2minmitUV‐Licht belichtet.NachdiesemBelichtungsvorgangfolgtedasEntwickelnderPlatine.Hierfür wurdedieseinschwacherNatronlaugegeschwenkt,sodasssichderbelichtete Photolacklangsamablöst,anschließendfolgteeinWaschschrittinWasser.Umdienun freigelegtenKupferflächenzuentfernen,folgtedasÄtzenderPlatinemitderÄtzlösung. NachwenigenMinutenSchwenkenderPlatineinderÄtzlösungerhieltmandie erhabenenLayout‐StrukturenausKupferwelchealsVorlagefürdasPDMSdienten.Der verbliebenePhotolackkonntemiteinerBürstevorsichtigabgelöstwerden.
MaterialundMethoden 64 4.7.2.2 GießeneinesMikrofluidik‐ChipsausPDMS BeidemverwendetenPDMShandelteessichumeinPräpolymermitHärter.Diese wurdenimVerhältnis10:1eingewogen(ca.30gPräpolymer/Chip),vorsichtigvermischt undanschließendineinemExsikkatorentgast.DieMassewurdeüberdiehergestellte Platinegegossenundanschließenderneutentgast,ummöglicheLufteinschlüssezu vermeiden.HierfürwurdediePlatineineineSchaleausAluminiumfoliegelegt,dienach demAushärtenwiederabgezogenwerdenkonnte.JenachAbdichtungdesChips(Platte ausPDMSoderausGlas)wurdeunterschiedlichweiterverfahren. UmdenMikrofluidik‐ChipmiteinerPlatteausPDMSzuverschließen,wurdepartielles HärtenalsVerfahrenangewandt.HierfürwurdeparallelzumChipeinePlatteausPDMS gegossen,welcheanschließendalsDeckelfürdenChipdiente.UmdiePlattezugießen wurdeeinGlas‐ObjektträgerebenfallsineineFormausAluminiumfoliegelegtundmit einerdünnenSchichtPDMSbedeckt.DerAuspolymerisierungsprozessbeiderPDMS‐ TeilewurdedurchErhitzenderMassenauf60°Cbeschleunigt.JenachDickederPDMS‐ SchichtdauertedieserVorgangzwischen35und40min.AnschließendwurdederPDMS‐ ChipvorsichtigvonderPlatineabgelöst,aufdievorbereiteteDeckelplattegelegtundfür 90minbei100°Cfinalausgehärtet.215 WenneineGlasplattealsDeckelfürdenPDMS‐Chipverwendetwurde,wurdederChip sofortauf100°Cerhitzt,bisdasMaterialvollständigauspolymerisiertwar.Nachdem AbziehendesPDMS‐ChipsvonderPlatinemusstesowohldieGlasplattealsauchder PDMS‐ChipmitSauerstoffplasmabehandeltundanschließendaufeinandergelegt werden.DurchdasSauerstoffplasmawurdendieOberflächenhydrophil,undaufgrund vonAdhäsionskräftenkameszueinerirreversiblenBindungzwischenPDMSund Glasplatte.215 4.7.2.3 Zu‐undAbläufe UmdieZu‐ undAbläufesicherindasPDMSeinbringenzukönnenwurdenzwei verschiedeneAnsätzeverfolgt.ZumeinenwurdenkurzeStückeeinerMetallkanüle währenddesVorgangsdespartiellenHärtens,nachdemAbziehendesChipsvonder Platine,indiePDMS‐Struktureingebrachtundanschließendmitausgehärtet.Über möglichstkurzeSchlauchstückemitLuer/Lock‐PrinzipwurdendieKanülenmitden
MaterialundMethoden 65 Spritzenpumpenverbunden.AlternativwurdennachdemAushärtenderChips,bevor diesemitdenGlasplattenverschlossenwurden,LöcherandiemarkiertenStellen gestanzt.IndieseLöcherwurdeeindünnesSchlauchstückeingeführt,welchesübereine Perfusor‐LeitungmitdenSpritzenpumpenverbundenwurde. 4.7.2.4 WeitereVersuchsdurchführungen FürdieVersuchezurKapselherstellungwurdeeADF4(C16)inwässrigerLösungmiteiner Konzentrationvon4–6mg/ml(Kapitel4.5.1)ineine1mlFeindosierungsspritze überführt.AlsÖlphasewurdeentwederdasmittelviskoseSilikonölM100bzw.dasetwas viskosereSilikonölM500verwendet,welchesin5mlEinmalspritzengefülltwurde. AlternativwurdedasSilikonölM500mitToluolimVerhältnis1:1gemischt.DieSpritzen wurdeninSpritzenpumpendesTypsHarvard33eingebautunddiejeweiligen Schubgeschwindigkeitenmanuelleingestellt.ZuBeginnderVersuchewurde,umdas LayoutzuüberprüfenunddieFließgeschwindigkeitenderbeidenLösungeneinzustellen, anstattmitProtein‐mitPufferlösung(10mMTris/HCl,pH8)gearbeitet. FürdieBeschichtungderKanälewurdendiesemit500µlSigmacote®gespült, anschließendentleertundschließlichgetrocknet. 4.7.3 MolekulareGrößenausschlussbestimmungvoneADF4(C16)Kapseln UmZellenoderEnzymeerfolgreichinKapselnverpackenzukönnen,isteswichtigdie molekulareAusschlussgrößederKapselmembranzukennen.DieKapselhüllestellt hierbeieinesemi‐permeableMembrandar,durchdiedieverpacktenStoffevor AngriffendesImmunsystemsaberauchvorProteasensichergeschütztsind.Gleichzeitig könnendieverkapseltenStoffenichtausderKapselhinausdiffundieren,esseidenndie Hüllewirdgezieltbeschädigtoderabgebaut. FürdieBestimmungdesmolekularenGrößenausschlussesvoneADF4(C16)Kapseln wurdenFITC‐markierteDextraneverwendet.FürdiehierbeschriebenenVersuche wurdendreiverschiedeneDextraneverwendet,mitMolekulargewichtenvon3‐5kDa, 20kDaund40kDa.ProAnsatzwurde1µlderentsprechendenFITC‐Dextran‐ Stocklösung(40µg/µlinH2OMQ)zurwässrigenProteinlösunggegebenundanschließend durchHerstellungeinerEmulsionmitSilikonölindieKapselneingeschlossen(vgl. Kapitel4.7.1).DieKapselnwurdensowohlvoralsauchnachihrerÜberführungindie
MaterialundMethoden 72 Abb.4.5:SchematischeDarstellungdesColloidalProbeSetups. (ModifiziertnachNeubaueretal,BiomaterSci2013(1),mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry) FürdiemikromechanischeCharakterisierungvoneADF4Partikelnwurdedie ColloidalProbeTechniqueverwendet.HierfürwurdenandieCantilever(NSC12)Glas‐ KugelnmiteinemDurchmesservon20‐50µmmiteinemZwei‐KomponentenKlebstoff befestigt.VordemStartderMessungenwurdenalleverwendetenCantileverunter VerwendungvonGlassubstratenkalibriert.DieFederkonstantewurdehierbeinachdem hookeschenGesetzberechnet.223DieKraftspektrenwurdenanschließendnachder TheorievonHertz224ausgewertetunddiejeweiligenElastizitätsmodulnderPartikel berechnet.DieTheorievonHertzbasierthierbeiaufderAnnahme,dassessichbeiden gemessenenPartikelnumlinearelastischeKörperhandeltunddasssowohl ReibungskräftealsauchAdhäsionskräftezwischenderimmobilisiertenGlas‐Kugelund demzumessendenPartikelvernachlässigtwerdenkönnen. DasVerhältniszwischenderDeformationdesPartikels(d)undderaufgewendetenKraft (F)isthierbeiinGleichung2füreineKugel‐Kugel‐Geometriedargestellt. d √ Gleichung2 IndieserGleichungstehtEfürdenrelativenE‐ModulundRfürdenrelativenRadius, welchenachGleichung3und4berechnetwurden,wobeiνdiePoissonzahlist.Für eADF4PartikelwirdhiereinWertvon0,5angenommen.DieIndizesstehenhier stellvertretendfürdieGlas‐KugelamCantileverunddiezumessendenPartikel. Gleichung3 Gleichung4
MaterialundMethoden 73 DieBestimmungderPartikeldurchmessererfolgtebeidiesenMessungenmikroskopisch. FürdieVersuchsdurchführungenwurden5µleADF4Partikel(5mg/ml)inmit Polyethylenimin(PEI)beschichteteGlaspetrischalen(Durchmesser2cm,Höhe0,5cm) pipettiertundmehrmalsvorsichtigmitH2OMQgewaschen.DieBeschichtungmitPEI dienthierbeiderverbessertenAdhäsiondernegativgeladeneneADF4Partikelander Glasoberfläche.FürdieMessungenimhydratisiertenZustandwurdendiePartikelinder Petrischalemit1,5mlH2OMQüberschichtet.FürdieMessungenunterdehydratisierten BedingungenwurdendiePartikelüberNachtindertrockenenPetrischalegelagertund amnächstenTagdaringemessen. 4.9.5.3 DirekteKraft‐MessungenmittelsderColloidalProbeTechnique DurchdirekteKraft‐MessungeninKugel‐Kugel‐Geometrie(Abb.4.5),können InformationenzumAdsorptionsverhaltenvonPartikelngewonnenwerden(kolloidale Eigenschaften).222Diesgeschieht,ebensowiebereitsfürdiemechanischenMessungen beschrieben,indemdieaufdenCantilevereinwirkendenKräftegemessenwerden. HierfürwirdderCantileverindirektenKontaktzurProbegebrachtundanschließend wiederentfernt.DurchAuftragendergemessenenAuslenkunggegendieHöhe,erhält maneinetypischeKraft‐Abstandskurve(Abb.4.6)eineridealelastischenProbe,welche inmehrerePositionenunterteiltwerdenkann:225 Abb.4.6:Ideale,mittelsAFMaufgenommeneKraft‐Abstandskurve.DieroteLiniesymbolisiertdie AnnäherungdesCantileversandieProbe,diegraueKurvedieRückstellungdesCantileversvonderProbe. 1)DerCantileverinteragiertaufgrundderEntfernungnichtmitderProbe.2)Aufgrundvonattraktiven WechselwirkungennähertsichderCantileverandieProbean,bis3)derSchwellenwerterreichtwird. 4)VerweildauerdesCantilever.5)DieattraktivenWechselwirkungendesCantileversmitderOberfläche werdenüberwunden.6)DerCantileveristsoweitvonderProbeentfernt,dassdieGrundliniewieder erreichtwird.
MaterialundMethoden 74 BefindetsichderCantileverweitentferntvonderProbe,kanndiesernichtmitderProbe interagierenundsomitistkeineAuslenkungmessbar(1).VerringertmandenAbstand zurProbe,kommtmanzueinemPunkt,andemsichderCantileveraufgrundvon attraktivenWechselwirkungenzurProbehinbiegtundinKontaktmitderOberflächetritt (2).DerCantileverwirddaraufhinweiterandieProbeangenähert(3),bisder sogenannteSchwellenwert(triggerpoint)erreichtwird(4).Hierkanneszueiner möglichenVerweildauer(dwelltime)desCantileverkommen,umdasAusbildenvon BindungenoderUmstrukturierungenzuermöglichen.Dieswarfürdiehier durchgeführtenMessungenallerdingsnichtnotwendig.Anschließendwirdder CantileverwiedervonderProbeentferntbiseinPunkterreichtist,andemdie RückstellkräftedesCantileversdieattraktivenWechselwirkungenmitderOberfläche überwinden(5).AndiesemPunktunterscheidensichdieAnnäherungs‐ unddie Rückstellkurve,wodurchInformationenzudenAdhäsionskräftenderOberfläche gewonnenwerdenkönnen.EntferntmandenCantilevernochweitervonderProbe, wirddieAusgangsgrundliniewiedererreicht(6).226,227 MitHilfedieserMethodekönnenunterschiedlicheBereichederPartikeldefiniert werden,wodurchsichmöglicheAnwendungsgebiete(Wirkstofftransport,‐Lagerung,‐ Schutz,partikelverstärkteKompositmaterialien)fürdieanalysiertenPartikelergeben. FürdieDurchführungderdirektenKraftmessungenwurdeebenfallsdie ColloidalProbeTechniqueverwendet.HierfürwurdenspezielleCantilever(NSC12)ohne Spitzeverwendet,welcheeineFederkonstantevon0,3N/mbesaßen.Fürdie ColloidalProbeTechniquewurdensiegesäubertundmitSauerstoffplasmabehandelt, anschließendwurdendieSilikat‐PartikelandenCantilevergeklebt.Hierfürwurdeein spezieller,unterUV‐LichtaushärtenderKlebstoffverwendet.DerCantilevermitdem immobilisiertenPartikelwurdealsfinalerSchrittfürzweiStundengesintert.228Diezu analysierendeneADF4(C16)bzw.Silikat‐PartikelwurdenfürdieseMessungenaufeiner Glasplatteimmobilisiert.HierfürwurdedieGlasplattedurchUltraschallbehandlungin einer2%igenHellmanex‐Lösungbei40°Cundeineranschließenden UltraschallbehandlungineinemIsopropanol/Wasser‐Gemisch(v/v=3:1)bei RaumtemperaturgereinigtundanschließendmiteinerMischungausH2OMQ, HydrogenperoxidundAmmoniak(v/v/v=5:1:1)bei80°Cfür20mininkubiert.Die
MaterialundMethoden 75 SilanisierungderGlasplatteerfolgteüberNachtmit3‐ Aminopropyldiisopropylethoxysilan(ABCR)imAnschlussaneineO2‐PlasmaBehandlung. UmdieSilanisierungzuvervollständigenundunreagiertesSilanzuentfernen,wurden diebehandeltenGlasplattenmitEthanolgespültundanschließendfürzweiStundenauf 80°Cerhitzt.FürdieMessungenwurdeeinGemischausder eADF4(C16)PartikelsuspensionundderSilikat‐Partikelsuspension(Standard)aufden silanisiertenGlasträgergetropftundgetrocknet.VorjederMessungwurdendiePartikel fürzweiStundeninderjeweiligenElektrolytlösungequilibriert.DieKugel‐Kugel‐ MorphologiebefandsichwährendderMessungenineinerhalbgeschlossenen Flüssigkeitszelle.ProeADF4(C16)Partikelwurden50Kraft‐Abstandskurvenmiteiner Geschwindigkeitvon800nm/sundeinerKraftvon15‐20nNaufgenommen.Hierfür wurdedieFederkonstantedesCantileversaufGrundlagedesthermischenRauschens bestimmt.223DieerhaltenenDatenwurdenanschließendaufdeneffektivenRadiusReff normiert,welchersichausdenRadienderSilikat‐PartikelunddereADF4Partikel zusammensetzt(Gleichung5). Gleichung5 R1beziehtsichaufdenRadiusdesamCantileverimmobilisiertenPartikelsundwurde durchLichtmikroskopiebestimmt.R2istderRadiusdesaufdemGlassubstrat immobilisiertenPartikelsundwurdesowohlkraftmikroskopischaussogenannten ForceMapsüberdieBestimmungderPartikelhöhe,alsauchlichtmikroskopisch bestimmt.DieBerechnungdesPotentialsderdiffusenSchichterfolgtedurchFittenauf BasisderPoisson‐BoltzmannGleichung.229DieSteifigkeitdereADF4(C16)Partikelwurde unterVerwendungderGleichung6berechnet.BeiceADF4undcSiOxhandeltessichumdie KraftantwortendesCantilevers,wennerinKontaktzudenimmobilisiertenPartikeln kommt,230kcistdieFederkonstantedesCantilevers. Gleichung6 DieOberflächentopographiederPartikelkannimhydratisiertenZustanddurchAFM bestimmtwerden.HierfürwurdedasAFMMFP‐3D,miteinemSilikon‐NitritCantilever
MaterialundMethoden 76 (Federkonstante0,24N/m)undeinerResonanzfrequenzvon56kHz,imTappingMode verwendet. 4.10 Materialanalysen DieDSC‐ undTGA‐MessungenwurdenamLehrstuhlfürPolymereWerkstoffeder UniversitätBayreuthvonUteKuhndurchgeführt.DieMessungenzurWasseraufnahme und‐AbgabevoneADF4(C16)PartikelnerfolgtendurchElisaAgostiniamLehrstuhlfür PharmazeutischeTechnologieundBiopharmazie(LMUMünchen). 4.10.1 DynamischeDifferenzkalorimetrie(DSC) DieDynamischeDifferenzkalorimetriedientderBestimmungvontemperaturabhängigen VeränderungenimMaterial.IndieserArbeitsolltederEinflussvonphysikalischerund chemischerVernetzungaufdieMaterialeigenschaftendereADF4Partikelanalysiert werdenunddiethermaleZersetzungstemperaturTmbestimmtwerden.Hierfürwurden 5‐7mgeADF4PartikelinAluminiumtiegelunterStickstoffatmosphäremiteinerHeizrate von5°C/minineinemSDTA821eDifferentialScanningCalorimeterauf400°Cerhitzt. DiesesGerätistmiteinemKeramik‐Sensormiteinem56‐fachenAu‐Au‐Pd‐ Thermoelementausgestattet.VordemStartderMessungwurdendieProbenzuerstauf 110°Cerhitzt,umWasserrestezuentfernen.NachEinstellungeinesGleichgewichts (10min)wurdendieProbenauf‐40°Cabgekühlt,darananschließenderfolgtedie eigentlicheMessung. 4.10.2 ThermogravimetrischeAnalyse(TGA) DurchdiethermogravimetrischeAnalysevonPartikelnistesmöglich,die MassenänderungderProbeinAbhängigkeitvonderTemperaturundderZeitzu bestimmen.Hierfürwurdenca.10mgPartikelaufBasisdesrekombinanten SpinnenseidenproteinseADF4inAluminiumoxid‐TiegelüberführtundmiteinerHeizrate von10°C/minunterStickstoffatmosphäre(50ml/min)von25°Cauf800°Cerhitzt.Die GenauigkeitderMikrowaagebetrug1µg.FürdieAuswertungwirddasGewichtder ProbeaufdenAnfangswertnormiertundsomitnurdieÄnderungderMasse(%) angegeben.
MaterialundMethoden 77 4.10.3 Wasseraufnahmeund–abgabedereADF4(C16)Partikel FürvieleAnwendungsgebietedereADF4(C16)PartikelistihrQuellverhaltenvon Interesse.Umsicherzustellen,dassdasQuellverhaltenderPartikelvollständigreversibel ist,wurdedieWasseraufnahmeund–abgabein10Zyklenanalysiert.Hierfürwurdeein Feuchtigkeitsanalysegerät(IGASorp)verwendet,welchesübereineMikrowaagen‐ Auflösungvon0,1µgverfügtundeineminimaleFeuchtigkeitsänderungvon0,2% durchführenkann.20mgdehydratisierteeADF4(C16)Partikelwurdenbeieiner konstantenTemperaturvon25°CundunterkonstanterStickstoffatmosphäreinkubiert, wobeigleichzeitigdierelativeLuftfeuchtigkeitvon0auf90%erhöht(Wasseradsorption derPartikel)undanschließendwiedergesenktwurde(WasserdesorptionderPartikel). zehnAdsorptions‐undDesorptionszyklenwurdenfürjedeProbedurchgeführt. 4.10.4 ZetapotentialundElektrophoretischeMobilität DieAbhängigkeitendesZetapotentialsvonderIonenstärkeundvompH‐Wertwurden vonNicolasHelfricht(LehrstuhlPhysikalischeChemieII,UniversitätBayreuth)gemessen. EinewichtigeMethodezurOberflächencharakterisierungvonPartikelnistdie BestimmungderelektrophoretischenMobilitätinAbhängigkeitvonderIonenstärkeund despH‐WertesmittelsMikroelektrophorese.HierbeiwanderndiePartikelineiner flüssigenPhasenachAnlegeneineselektrischenFeldes.AusderGeschwindigkeitdieser BewegungkanndieMobilitätbestimmtwerden;hierfürmussaufdasangelegte elektrischeFeldnormiertwerden.UmdieLadungderPartikelausihrerMobilität berechnenzukönnen,werdenjenachGrößeundEigenschaftenderPartikel verschiedeneModelleverwendet.MitihrerHilfelässtsichdasZetapotential,alsodas PotentialanderScherebene,berechnen,welchesimGegensatzzum OberflächenpotentialderPartikelvomelektrischenFeldabhängigist.231,232 DasZetapotentialunddieelektrophoretischeMobilitätvoneADF4(C16)Partikeln wurdenaneinemZetaviewPMX100(LehrstuhlPhysikalischeChemieII,Universität Bayreuth)bestimmt.DiesesGerätistmiteinemLaser‐StreulichtVideo‐Mikroskop ausgestattet,wodurchdiesichinderMesszellebewegendenPartikelinEchtzeit beobachtetwerdenkönnen.UmdenEinflussderchemischenVernetzungundder BeladungderPartikelaufdasZetapotentialzubestimmen,wurdensowohlbeladeneals
MaterialundMethoden 78 auchunbeladenePartikelineinerKonzentrationvon5µMinH2OMQresuspendiert.2ml derPartikelsuspensionwurdenproMessungindieMesszelleinjiziert,wobeijedeProbe dreiMalgemessenwurde.AusdenWertenderelektrophoretischenMobilitätwurde mittelsderTheorievonSmoluchowski231dasZetapotentialderPartikelberechnet. UmdieAbhängigkeitderelektrophoretischenMobilitätvompH‐Wertundder Ionenstärkezubestimmen,wurdendiesemitKCl,HClundNaOHeingestellt.DiepH‐ abhängigeelektrophoretischeMobilitätwurdefürpH‐WertezwischenpH2undpH12 fürzweiverschiedeneKonzentrationen(1mMund10mM)bestimmt.DieAbhängigkeit derelektrophoretischenMobilitätvonderIonenstärkewurdebeipH5,5undpH10 gemessen.FürdieAuswertungderdarausgewonnenenDatenwurdedieTheorienach O´BrienundWhite,welcheaufeinemAlgorithmusvonHunterbasiert,verwendet.231,232 4.11 Sterilisationsmethoden 4.11.1 Gammastrahlen‐undEthylenoxid‐Behandlung DieBehandlungdereADF4(C16)PartikelmitGammastrahlenundEthylenoxid,ebenso wiedieBestimmungderVorverkeimung,wurdevonderFirmaLohmann&Rauscher GmbH&Co.KG(Neuwied,Deutschland)durchgeführt. HierfürwurdendieeADF4(C16)PartikeldurchPräzipitationmitKaliumphosphataus wässrigerLösunghergestellt,dreimalmitdestilliertemWassergewaschenund anschließendgefriergetrocknet.DielyophilisiertenPartikelwurdenvonderFirma Lohmann&RauscheraufihreVorverkeimunghinuntersuchtundanschließendmit unterschiedlichenGamma‐Strahlungsintensitäten(0‐50kGy)bzw.Ethylenoxid behandelt.FürdieGammastrahlen‐BehandlungwurdedasProteinin1,5mlEppendorf ReaktionsgefäßengelagertundmitCo‐60alsStrahlungsquellebestrahlt.Beiden angegebenenStrahlungsintensitätenhandeltessichumdieMinimalwerte,dieerreicht werdensollten.FürdieBehandlungmitEthylenoxidwurdedasProteininspezielle Plastikfolienüberführt,eingeschweißtundanschließendbegast. DieBestimmungderVorverkeimungerfolgtegemäßdervom„EuropäischenArzneibuch zurPrüfungvonProduktenaufAnwesenheitvonBakterien“empfohlenen Membranfilter‐Methode.HierfürwurdendiePartikelin0,9%NaClund0,02%Tween80
MaterialundMethoden 79 resuspendiertundanschließenddurcheinenMembranfiltermiteinerPorengrößevon 0,45µmfiltriert.DieserFilterwurdeaufeinenCASOAgargelegtundfürvierTagebei 32,5°Cinkubiert.DieAuswertungderkeimbildendenEinheiten,welcheaufdemAgarzu findenwaren,erfolgtelichtmikroskopisch.
Ergebnisse 81 5 Ergebnisse 5.1 HerstellungundchemischeVernetzungvoneADF4Partikeln DieHerstellungvoneADF4PartikelnerfolgtdurcheinenAussalzungsprozessaus wässrigerProteinlösung.HierbeikannderDurchmesserderPartikeldurchdie ProteinkonzentrationsowiedurchdieMixintensitätwährenddesFällungsprozesses eingestelltwerden.DurchResuspendierendereADF4(C16)Lösungmitkosmotropen Salzen,z.B.Kaliumphosphat,werdenProteinpartikelerzeugt,derenDurchmesser kleinerals1µmsind.GrößerePartikelmiteinemDurchmesservonüber1µmwerden durchDialysederwässrigenProteinlösunggegen1‐2MKaliumphosphat hergestellt.103,104 FürdieBestimmungdermechanischenEigenschaftenderPartikel,ebensowiefürdie CharakterisierungihrerOberflächenladung,wurdenPartikelmiteinermittlerenGröße von1bis3µmverwendet,fürdieBeladungs‐ undFreisetzungskinetiken,Partikelmit einemmittlerenDurchmesservon400‐600nm. Esistbereitsbekannt,dasseADF4(C16)PartikelmitverschiedenenMolekülenbeladen unddieseMoleküleanschließendwiederfreigesetztwerdenkönnen.102,133Umdie zugrundeliegendenProzessebesserverstehenundbeeinflussenundzudemdie EigenschaftenderPartikelkontrollierenzukönnen,wurdeneADF4(C16)Partikel chemischvernetzt.AufgrundderAminosäuresequenzvoneADF4(C16)eignetsich hierfüreinbereitsetabliertes,aufRubpyundAPSbasierendes,System (Kapitel4.6.2).209,233BeidieserlichtinduziertenVernetzungsstrategiewirkenRubpyund APSalsInitiatoreneinerradikalischenReaktion,wodurcharomatischeAminosäuren vernetztwerden.RubpywirdbeidieserVernetzungsstrategieinAnwesenheitvonAPS photolysiert,wodurchRu(III)entsteht,einein‐Elektronen‐Oxidant.Diesesoxidiert Aminosäurereste,beieADF4(C16)z.B.Tyrosine,wodurchTyrosin‐Radikaleals ZwischenprodukteeinerradikalischenReaktionentstehen(vgl.Abb.4.1).Fürdas EinbringenderStartermoleküleRubpyundAPSindiePartikeleignensichzwei verschiedeneRouten(Abb.5.1).ZumeinenkönnenRubpyundAPSzusammenmitdem ProteinausderwässrigenLösungco‐präzipitiertwerden(CL_Fällung,Abb.5.1A),zum anderenkönnendieMoleküleindiefertigausgebildetenPartikeleindiffundieren
Ergebnisse 88 Abb.5.7:ElektrophoretischeMobilitätvoneADF4(C16)PartikelninAbhängigkeitvondempH‐Wert(A) undderIonenstärke(B).DiepH‐abhängigeelektrophoretischeMobilitätwurdebeizweiIonenstärken bestimmtunddieAbhängigkeitderelektrophoretischenMobilitätvonderIonenstärkebeizwei verschiedenenpH‐Werten(NicolasHelfricht,PhysikalischeChemieII,UniversitätBayreuth). (ModifiziertnachHelfrichtetal,BiomaterSci2013(1),mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry) AnstattaufdieTheorievonSmoluchowskizurückzugreifen,wurdediesenMessungen dieTheorievonO`BrienundWhitezugrundegelegt.232CharakteristischfürdieseTheorie istdasgemesseneMinimumderelektrophoretischenMobilitätalsFunktionvonder Ionenstärke(Abb.5.7B).DieTheorievonO´BrienundWhitehatzusätzlichdenVorteil, dassdieRelaxationseffektederumgebendenIonenwolkemitberücksichtigtwerden.Des WeiterenwurdebeidendurchgeführtenMessungenberücksichtigt,dasseszueiner VarianzinderOberflächenzusammensetzungdereADF4(C16)Partikelkommenkann. DieseVarianzistinAbb.5.7durchdiefarbigenFlächendargestelltundstellteine Variabilitätvon30%(ΓmobMinimumundMaximum)dar.DiefarbigenLinien repräsentierendieausdenWertenfürΓmobberechnetenWertefürdie elektrophoretischeMobilität,ebenfallsnachderTheorievonO`BrienundWhite,wobei beiallenBerechnungenimmereinkonstanterPartikeldurchmesservon2,8µm angenommenwurde. DieelektrophoretischeMobilitätdereADF4(C16)PartikelinAbhängigkeitvonder Ionenstärke(Abb.5.7B)entsprichtdentheoretischenWertennachO`BrienundWhite, sodassderenTheorieaufdieeADF4(C16)Partikelanwendbarist.Dieexperimentellen WertesindinBezugaufdieelektrophoretischeMobilitätgeringeralsdietheoretischen. DieseAbweichungengehenaufeinediePartikelumgebendediffuseSchichtzurück,die bereitsfürandereMaterialienbeschriebenwurde.236,237
Ergebnisse 89 InsbesondereimsaurenpH‐BereichstimmendieberechnetenWertefürdie elektrophoretischeMobilitätinAbhängigkeitvompH‐Wertgutmitdenexperimentell ermitteltenüberein(Abb.5.7A).DienegativenWertederelektrophoretischenMobilität nehmenmitsteigendempH‐Wertweiterzu,wobeiabneutralempH‐WerteinPlateauzu beobachtenist.DiesestheoretischePlateauimneutralenpH‐Bereichkonntejedochbei demverwendetenVersuchsaufbauexperimentellnichtnachgewiesenwerden.Aufgrund dessehrbasischenpKaderTyrosinekonntejedochdasPlateauimBasischenbestimmt werden. ProteinpartikelweisenamäußerenRandalszusätzlichesterischeKomponenteeine diffuseSchichtauf.236,237Umdiese,diePartikelumgebende,diffuseSchichtauch experimentellnachzuweisen,wurdedieColloidalProbeTechniqueverwendet (Kapitel4.9.5).MitHilfeeinesimmobilisiertenSilikat‐Partikels(Abb.5.8A,orange)am CantileverwerdendieGrenzflächeneigenschaftendereADF4(C16)Partikel(grün)undals VergleichsgrößedieEigenschaftenvonSilikat‐Partikelnbestimmt(Abb.5.8A). Abb.5.8:A)REM‐AufnahmederimmobilisiertenSilikat‐(orange)undeADF4(C16)Partikel(grün)unddes ColloidalProbeAufbausB)RepräsentativeKraftprofilefürdieInteraktionzwischenSilikat‐Silikat‐Partikeln undzwischenSilikat‐eADF4(C16)PartikelnbeipH5,5undeinerIonenstärkevon1mM.Dieverwendeten FitsgehenaufdiePoisson‐BoltzmannGleichungzurück,welchedreiverschiedene Grenzflächenbedingungenberücksichtigt:konstanteLadung(CC),konstantesPotential(CP)unddie RegelungderLadung(CR)(NicolasHelfricht,PhysikalischeChemieII,UniversitätBayreuth). (ModifiziertnachHelfrichtetal,BiomaterSci2013(1),mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry) InAbb.5.8Bwirddeutlich,dassdieInteraktionsprofilezwischendenSilikat‐ undden eADF4(C16)PartikelnimVergleichzureinenSilikat‐SilikatInteraktionsprofilen
Ergebnisse 90 komplexersind.BeireinenSilikat‐SilikatInteraktionsprofilenspieltlediglichdie ElektrostatikeineRolle,wasdurchdenlinearenKurvenverlaufindersemi‐ logarithmischenDarstellungverdeutlichtwird.DieabgebildetenWechselwirkungsprofile sindaufdeneffektivenRadiusderPartikelnormiert(Abb.5.8B). DaskomplexeWechselwirkungsprofilzwischeneADF4(C16)PartikelnundSilikat‐ PartikelngehtaufunterschiedlicheInteraktionenzwischendenPartikelnzurück. AufgrunddersphärischenFormderPartikellassensichdurchdie ColloidalProbeTechniqueverschiedeneBereichedereADF4(C16)Partikelverdeutlichen. NähertmandenCantileverlangsamandenPartikelan,sokannabeinemAbstandvon ca.50nmeineerstekraftspektroskopischeReaktiondesCantileversdetektiertwerden, eshandeltsichhierbeiumdenBereichderdiffuseSchicht(I).UmdasPotentialdieser diffusenSchichtberechnenzukönnen,wurdendieWechselwirkungskräftezwischen Silikat‐Partikelnbestimmt(symmetrischerFall).ÜberdieseWertekanndaraufhindas PotentialdereADF4(C16)Partikelbestimmtwerden,welchesüberdie WechselwirkungskräftezwischenSilikat‐PartikelundeADF4(C16)Partikelanalysiertwird (asymmetrischerFall).DurchweiteresAnnäherndesCantileversandiePartikel,kommt eszusterischenInteraktionen(II).DerBeginndiesesBereicheswirddurchdie gestricheltevertikaleLinieinAbb.5.8Bsymbolisiert.NähertmandenCantileverdem Partikelweiteran,sokommteszueinermechanischenDeformationdesPartikels(III), welchebereitsdurchdiemikromechanischenCharakterisierungendereADF4Partikel beschriebenwurde(Kapitel4.9.5.2). 5.2.5 ChemischeStabilitätdereADF4(C16)Partikel EskonntebereitsanhandanderereADF4(C16)Morphologien(HydrogelenundKapseln) gezeigtwerden,dassdiechemischeVernetzungderProteineEinflussaufihre BeständigkeitgegenüberLösungsmittelhat.100,210,211EinpotentiellerEinflussder chemischenVernetzungaufeADF4(C16)Partikelwurdehingegenbishernichtanalysiert. AusdiesemGrundwurdensowohlvernetztealsauchunvernetzteeADF4(C16)Partikelin verschiedenenLösungsmittelnbiszu25hinkubiert(Tab.5.2)(Kapitel4.6.3).Eskann keinUnterschiedzwischenvernetztenPartikelderzweiverschiedenenRouten
Ergebnisse 91 beobachtetwerden,weshalbdieErgebnissederzweiVernetzungsrouteninTab.5.2 unter„vernetztePartikel“zusammengefasstdargestelltsind. Tab.5.2:ChemischeStabilitätvernetzterundunvernetztereADF4(C16)Partikel.„‐“bedeutetdiePartikel wurdeninnerhalbderangegebenenZeitvollständigaufgelöst,eskonntenkeinePartikelmehr sedimentiertwerden.„+“kennzeichnetPartikel,dienachderangegebenenZeitnochstabilvorlagenund sedimentiertwurden. (ModifiziertnachBlüm&Scheibel,BioNanoSci2012(2),mitGenehmigungderSpringerScience+BusinessMedia) LösungsmittelvernetztePartikel 6h25h unvernetztePartikel 6h25h 6MGdmSCN ++‐‐ 100%Ameisensäure++‐‐ 100%HFIP++‐‐ 8MGdmCl++++ 10mMTris‐Puffer (pH8) ++++ VernetzteeADF4(C16)PartikelsindinallenverwendetenLösungsmittelnstabil (Tab.5.2).DieunvernetztenPartikelwurdenvon6MGdmSCN,AmeisensäureundHFIP innerhalbkurzerZeitvollständigaufgelöst,sodasskeinePartikelmehrsedimentiert werdenkonnten.Sowohl8MGdmClalsauch10mMTris‐Pufferzeigenkeine AuswirkungenaufdiePartikelstabilität. UmeinenEindruckvondenPartikeloberflächennach25StundenInkubationderPartikel indenverschiedenenLösungsmittelnzuerhalten,wurdendiesesedimentiert, getrocknetundelektronenmikroskopischanalysiert(Abb.5.9).Diedehydratisierten PartikelwurdenhierfürmitPlatinbesputtert.
Ergebnisse 92 Abb.5.9:ElektronenmikroskopischeAnalysederaufihrechemischeStabilitäthinuntersuchten, vernetztenundunvernetzteneADF4(C16)Partikel,nach25StundenInkubationinverschiedenen Lösungsmitteln.PartikelbeiderVernetzungsroutenwurdenanalysiert(vgl.Abb.5.1).DieMaßbalken entsprechen300nm. NachInkubationderPartikelindenverschiedenenLösungsmittelnkann elektronenmikroskopischkeineVeränderunganderOberflächenbeschaffenheitder nicht‐denaturiertenPartikeldetektiertwerden.DieOberflächederPartikelistglattund diePartikelzeigeneinerundeForm,unabhängigvomverwendeten Denaturierungsmittel.Diein10mMTris‐PufferinkubiertenPartikeldienenhierbeials Kontrolle.DurchdiechemischeVernetzungkannsomit,unabhängigvonder verwendetenVernetzungsroute,eineverbessertechemischeStabilitätderPartikel erreichtwerden.
Ergebnisse 93 5.2.6 ThermischeStabilitätvoneADF4Partikel DieEigenschaftenvoneADF4PartikelnkönnensowohldurchdieBildungvondi‐ Tyrosinen,aufgrundderchemischenVernetzung,alsauchdurchdieKettenlängender Proteine(physikalischeVernetzung)beeinflusstwerden.ObdieseVernetzungsarten einenEinflussaufdiethermischeStabilitätderPartikelhaben,wurdeimFolgenden mittelsDSC(Kapitel4.10.1)undTGA(Kapitel4.10.2)analysiert(Abb.5.10).Unter VerwendungderdynamischenDifferenzkalorimetrieistesmöglich,dieabgegebeneund aufgenommeneWärmeenergiewährenddesAufheizensderPartikelnzudetektieren (Abb.5.10A,C,E). FüreADF4(C16)PartikelkanneinendothermesMaximumimWärmeflussbeica.310°C gemessenwerden,diesesMaximumistunabhängigvonderchemischen VernetzungsroutederPartikelerkennbar.AlleinAbb.5.10AdargestelltenKurvenweisen zusätzlicheinweiteresendothermesSignalbeica.100°Cauf.Diesesgehtauf verdampfendesWasserzurück,undwurdezusätzlichdurchTGA‐Messungenbestätigt (Abb.5.10B).DiesethermogravimetrischenAnalysenzeigtenebenfallskeinenEinfluss derchemischenVernetzungderProteineaufdiethermischeStabilitätder eADF4(C16)Partikel.DietemperaturabhängigenMasseänderungenvisualisiereneinen Masseverlustvonca.10%beimAufheizenderPartikelauf100°C,erstabeiner Temperaturvonca.280°CwirdeindeutlicherMasseverlustsichtbar.Zwischen280°C und350°CgehtderMasseanteildereADF4(C16)Partikelaufca.30%der Ausgangsmassezurück.DieserAbbauistaufdiethermischeZersetzungdes ProteinmaterialszurückzuführenundunabhängigvomchemischenVernetzungsgrad.
Ergebnisse 94 Abb.5.10:ThermischeStabilitätvernetzterundunvernetztereADF4Partikel,analysiertmittelsDSC(A,C, E)undTGA(B,D,F).DieVersuchewurdenmiteADF4(C16)Partikeln(AundB),eADF4(C8)Partikeln(Cund D)undeADF4(C32)Partikeln(EundF)durchgeführt,umzusätzlichzumEinflussderchemischen VernetzungaucheinenmöglichenEinflussderMolekülkettenlängenundsomitderphysikalischen VernetzungaufdiethermischeStabilitätzudetektieren. (ModifiziertnachNeubaueretal,BiomaterSci2013(1),mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry) UmdenEinflussderMolekülkettenlängederProteineaufdasthermischeVerhaltender Partikelzubestimmen,wurdefüreADF4(C8)bzw.eADF4(C32)ebenfallssowohlder Wärmefluss(Abb.5.10CundE)alsauchdieMassenabnahme(Abb.5.10DundF) analysiert.ImVergleichzueADF4(C16)warendieKurvenverläufeunverändert.Diedurch DSCaufgezeichnetenMaximaimWärmeflussvoneADF4(C16)Partikelnbeica.100°C und310°CsindauchbeieADF4(C8)undeADF4(C32)Partikelndetektierbar.DieTGA‐
Ergebnisse 95 MessungenergebenebenfallseineAbnahmederMasseum10%beica.100°Cdurch verdampfendesWasserunddiethermischeZersetzungzwischen280°Cund350°C. SomitwurdekeinEinflussderanalysiertenVernetzungsartensowieder MolekülkettenlängenderProteineaufdiethermischenEigenschaftendereADF4Partikel beobachtet. 5.2.7 MechanischeStabilitätvoneADF4Partikeln DiemechanischenEigenschaftenvonPartikelnsindfürvieleAnwendungenvon Bedeutung.AusdiesemGrundwirdmittelsderColloidalProbeTechnique (Kapitel4.9.5.2)dasDeformationsverhaltendereADF4(C16)Partikelbestimmt.Fürdie AuswertungderdadurchgeneriertenDatendientHertzalstheoretischesModell.224 AufgrunddesQuellverhaltensdereADF4(C16)PartikelinGegenwartvonWassersind UnterschiedeindenausdenKraft‐Abstands‐KurvenresultierendenElastizitätsmoduln derPartikelerkennbar.Dehydratisierte,unvernetzteeADF4(C16)Partikelweiseneinen mittlerenElastizitätsmodulimGiga‐Pascal‐Bereich(0,8GPa±0,5GPa)auf,hydratisierte, unvernetzteeADF4(C16)PartikelzeigeneinE‐ModulimMega‐Pascal‐Bereich (2,99MPa±0,04MPa). ZusätzlichwurdenErmüdungstestsmit51bzw.61Wiederholungensowohlan dehydratisierten(Abb.5.11A)alsauchanhydratisierteneADF4(C16)Partikeln (Abb.5.11B)durchgeführt.DiedehydratisierteneADF4(C16)Partikel(Abb.5.11A)zeigen hierbeieineVerschiebungdesKontaktpunktesderKraft‐Abstands‐Kurvenmit zunehmenderDeformationszahl.ZusätzlichnimmtdieSteigungderKraft‐Abstands‐ KurvenmitZunahmederDeformationenzu.DieseErgebnissedeutenaufeinnicht‐ elastischesVerhaltenderdehydratisierteneADF4(C16)Partikelhin.Diehydratisierten eADF4(C16)Partikel(Abb.5.11B)hingegenweisenbeiderAufnahmederKraft‐ Abstands‐KurveneinidealelastischesVerhaltenauf.AuchdieWiederholungder DeformationsexperimentezeigtkeineVeränderungenderKurven,sowohlder KontaktpunktalsauchdieSteigungderKurvenbleibennach61Wiederholungengleich.
Ergebnisse 96 Abb.5.11:ErmüdungstestsaneADF4(C16)Partikelnimdehydratisierten(A)undhydratisierten Zustand(B)(MartinNeubauer,PhysikalischeChemieII,UniversitätBayreuth). (ModifiziertnachNeubaueretal,BiomaterSci2013(1),mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry) VergleichtmandieausdenKraft‐Abstands‐Kurvenermitteltenmittleren ElastizitätsmodulnderhydratisiertenunddehydratisiertenPartikelwirdeinUnterschied deutlich(Abb.5.12).DermittlereE‐ModulderhydratisiertenPartikelbleibtnachüber 60WiederholungenkonstantaufdemAnfangswert,dermittlereElastizitätsmodulder dehydratisiertenPartikelsteigthingegenan. Abb.5.12:ErmüdungstestsaneADF4(C16)Partikeln.VergleichendeDarstellungdermittleren Elastizitätsmodulnvonhydratisierten(n=17)unddehydratisierten(n=11)Partikeln(MartinNeubauer, PhysikalischeChemieII,UniversitätBayreuth). (ModifiziertnachNeubaueretal,BiomaterSci2013(1),mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry) AlsnächsteswurdederEinflussderchemischenundderphysikalischenVernetzungauf dasmechanischeVerhaltenderPartikelimhydratisiertenZustand(Abb.5.13)ermittelt. DiedenElastizitätsmodulnentsprechendenGauß‐Fitssindinschwarzdargestellt.Der EinflusseinerchemischenVernetzungaufdieE‐Modulnhydratisierter eADF4(C16)PartikelistinAbb.5.13Azusammengefasst.DerMittelwertderE‐Moduln unvernetzterPartikelliegtbeica.3MPa.Dieserverschiebtsichnachchemischer VernetzungmitRubpyundAPSabhängigvondergewähltenVernetzungsroute.Werden
Ergebnisse 97 dieVernetzermoleküledurchco‐PräzipitationindiePartikeleingeschlossen(CL_Fällung), verschiebtsichdermittlereE‐Modulhinzuca.5,5MPa,diffundierenRubpyundAPSin diebereitspräzipitiertenPartikel(CL_Diffusion),erhöhtsichderdurchschnittlicheE‐ Modulaufca.8,5MPa.ImdehydratisiertenZustandkonntekeinEinflussder chemischenundphysikalischenVernetzungaufdieElastizitätsmodulnderPartikel gemessenwerden. Abb.5.13:ElastizitätsmodulndereADF4PartikelimhydratisiertenZustandmitzugehörigemGauß‐Fitin AbhängigkeitvonderchemischenVernetzung(A)undderMolekülkettenlänge(B)(physikalische Vernetzung)(MartinNeubauer,PhysikalischeChemieII,UniversitätBayreuth). (ModifiziertnachNeubaueretal,BiomaterSci2013(1),mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry) NebendemEinflussderchemischenVernetzungaufdieE‐ModulndereADF4(C16) PartikelgibtesaucheinenEinfluss,deraufphysikalischeVernetzungzurückgeführt werdenkann(Abb.5.13B).DurchVerkürzenderKettenlängevon16Wiederholungen desC‐ModulsaufachtWiederholungen,verringertsichdermittlereE‐Modulder zugehörigenPartikelvonca.3MPafüreADF4(C16)Partikelaufca.2,5MPafür eADF4(C8)Partikel.EineVerdopplungderKettenlängevon16WiederholungendesC‐ Modulsauf32WiederholungenführtzueinerErhöhungdesmittlerenElastizitätsmoduls auf5,5MPafüreADF4(C32). SomitkannderEinflusseinerchemischenundeinerphysikalischenVernetzungaufdas mikromechanischeVerhaltenvonhydratisierteneADF4(C16)Partikelnbeobachtet werden. 5.3 BeladungundFreisetzungvonRhodaminBauseADF4(C16)Partikeln EinemöglicheAnwendungdereADF4(C16)PartikelliegtimBereichdes WirkstofftransportsundderkontrolliertenWirkstofffreisetzung.Ummodellhaftdie BeladungundFreisetzungvonWirkstoffenzutesten,wurdeneADF4(C16)Partikelmit
Ergebnisse 104 DieErgebnissederSilberfärbungwurdenzusätzlichdurchWesternBlotbestätigt (Abb.5.18B)(Kapitel4.3.3).DadieNachweisgrenzebeieinemImmunoblotdeutlich unterhalbderSensitivitätderSilberfärbungliegt,könnenselbstgeringeProteinmengen nach35kGyGammabestrahlungnochsichtbargemachtwerden.DieEthylenoxid‐ BehandlungderPartikelführtzukeinergelelektrophoretischnachweisbaren DegradationderProteine.DieChemilumineszenzzurDetektiondesImmunoblotswird durchdieEO‐BehandlungimVergleichzumunbehandeltenProteinnochverstärkt. 5.4.2 Massenspektrometrie DieProteindegradationdurchGammastrahlenundderEinflussdesEthylenoxidswurden zusätzlichmassenspektrometrischanalysiert(Abb.5.19)(Kapitel4.4.4).Diedadurch erhaltenenSpektrengebenAufschlussüberdieArtdesProteinabbaus. Abb.5.19:MALDI‐TOFSpektrenausgewähltersterilisiertereADF4(C16)Proteine.DasnachExPASy berechneteMolekulargewichtvoneADF4(C16)liegtbei47,7kDa.
Ergebnisse 105 DiemassenspektrometrischenAnalysenmachendeutlich,dassdieGammastrahlendie Proteinedegradieren.InsbesonderederEinflussvonhohenStrahlungsdosen(50kGy) führtezueinemsehrstarkenAbbaudesProteins,sodasskeinMaximaimMasse‐ zu Ladungsverhältnis(m/z‐Verhältnis)mehrdetektiertwerdenkonnte.Ethylenoxidscheint aufdasm/z‐VerhältnisvoneADF4(C16)keinenEinflusszuhaben,dasMaximumistexakt bei47,7kDa,undsomitidentischzudemunbehandeltenProtein. 5.4.3 UV/Vis‐undFluoreszenzspektroskopie DieKonzentrationderProteinprobeninwässrigerLösungwurdeUV/Vis‐spektroskopisch bestimmt(Kapitel4.4.1)undanschließendalleLösungenaufdiegleiche Proteinkonzentrationeingestellt(1mg/ml).MitdiesenverdünntenProteinlösungen wurdendiefluoreszenzspektroskopischenAnalyseninwässrigerLösungdurchgeführt (Kapitel4.4.2). DieinAbb.5.20AgezeigtenUV/Vis‐SpektrendersterilisierteneADF4(C16)Partikel zeigeneinenfürProteinetypischenVerlaufmiteinemMaximumbei278nm.Die unterschiedlichenBestrahlungsintensitätenmitGammastrahlenebensowiedie BehandlungmitEthylenoxidführenzukeinerVeränderungimUV/Vis‐ Absorptionsspektrum. Abb.5.20.SpektroskopischeAnalysendersterilisierteneADF4(C16)Partikel.A)UV/Vis‐SpektrenundB) FluoreszenzspektrenderAminosäureTyrosin. AuchdieFluoreszenzspektrenzeigeneinenfüreADF4(C16)ProteinetypischenVerlauf (Abb.5.20B).eADF4(C16)besitztproC‐ModulzweiTyrosine.FallseszueinemAbbau derProteinedurchdieSterilisationsvorgängekommt,kanndieserwedermitUV/Vis‐ SpektroskopienochmitFluoreszenzspektroskopienachgewiesenwerden.Die
Ergebnisse 106 Aminosäuren,aufdiediespektroskopischenAnalysenzurückgehen,werdendurchdie SterilisationsversuchemitGammastrahlenundEthylenoxidnichtfürdieseMethoden nachweisbarverändert. 5.4.4 FTIR‐Spektroskopie DerEinflussderGammastrahlenaufeADF4(C16)PartikelwurdeimFolgendenFTIR‐ spektroskopischanalysiert(Abb.5.21A)(Kapitel4.4.3).ZusätzlichwurdederEinflussvon EthylenoxidaufdieSekundärstrukturderProteineuntersucht. BeiderATR‐MethodekanndiegenaueProteinmengeaufdemKristallnichtbestimmt werden,zudemkommteszuStreuungseffektenaufdenPartikeloberflächen.Umdiese EinflüssezuminimierenundvergleichbareSpektrenzuerhalten,wurdeeine GrundlinienkorrekturundNormierungderSpektrendurchgeführt. DieAufnahmevonFTIR‐Spektrendermitunterschiedlichen GammastrahlungsintensitätenundEthylenoxidbehandeltenPartikelineinem Wellenzahl‐Bereichvon1900‐800cm‐1ergabidentische,fürProteinemiteinemhohen ‐FaltblattanteiltypischeSpektren(Abb.5.21A).EswurdekeinUnterschiedzuden unbehandelteneADF4(C16)Partikeln(0kGy)beobachtet.Selbsteine Gammastrahlenintensitätvon50kGyzeigtekeinenEinflussaufdie SekundärstrukturanteilederrekombinantenSpinnenseidenproteine. AbhängigvonderVorverkeimungdereingesetztenProben,ergibtsichdiefürdieProben erforderlicheGammastrahlenintensität,umeinevollständigeSterilitätderProbenzu gewährleisten.FürdieSterilisationvonMedizinproduktenwirdmit Strahlungsintensitätenzwischen30und35kGygearbeitet.Diegetesteten50kGyliegen somitweitüberderüblicherweiseeingesetztenDosis. InAbb.5.21BbisDsinddiefürProteinewichtigenBereiche,derAmidI(Abb.5.21B)und derAmidIIBereich(Abb.5.21C),vergrößertdargestellt.Ebensowirdeinweiterer,für eADF4ProteinewichtigerBereichgezeigt,dieAbsorptionsbandederpoly‐Alanine, welcheeinemMaximumbei964cm‐1zugeordnetwird(Abb.5.21D).238Diese AbsorptionsbandensetzensichausüberlagertenBandendesPeptid‐Rückgratesundder AminosäureseitenkettenderProteinezusammenundkönnenSekundärstrukturen
Ergebnisse 107 zugeordnetwerden.238DieAbsorptionsbandenderdreiBereicheweisenauchnachder BehandlungderPartikelmitGammastrahlenundEthylenoxididentische,füreinen hohen‐FaltblattanteiltypischeMaximabeidenWellenzahlen1631cm‐1und1628cm‐1 imAmidIBereichund1528cm‐1und1520cm‐1imAmidIIBereichauf(vgl.Tab.4.3). Abb.5.21:A)ÜbersichtsdarstellungderFTIR‐SpektrendersterilisierteneADF4(C16)Partikel. B)VergrößerteDarstellungdesAmidIBereichs,C)desAmidIIBereichsundD)desAbsorptionsbereichs derpoly‐Alanine. 5.5 HerstellungundCharakterisierungvoneADF4(C16)Kapseln 5.5.1 ModifizierteHerstellungvoneADF4(C16)Kapseln DieHerstellungvonKapselnausdemrekombinantenSpinnenseidenproteineADF4(C16) basiertaufeinembereitsfürToluolalsÖlphaseetabliertenProtokoll.100Inder vorliegendenArbeitwurdedasbestehendeProtokollfürdieVerwendungdes SilikonölsM100alsÖlphasemodifiziert(Abb.5.22)(Kapitel4.7.1).Beidem SilikonölM100handeltessichumeinmittelviskosesÖl,miteinerViskositätvonca. 130mPa.ImGegensatzdazuweistToluoleinesehrgeringeViskositätvonca.3mPaauf.
Ergebnisse 108 Abb.5.22:SchematischeDarstellungdesmodifiziertenKapselherstellungsprozesses. DasmodifizierteKapselherstellungsprotokollbasiertaufderHerstellungeinerEmulsion ausderwässrigenProteinlösungundeinerÖlphase.DasProteindiffundiertandie GrenzflächezwischendemSilikonölunddemwässrigenTropfenundassembliertdort. DurcheinenzusätzlichenResuspensionsschrittmit50%Ethanolistesmöglich,stabile KapselnzugenerierenunddieseinWasserzuüberführen.ZweiweitereÖlewurdenfür dieHerstellungvonKapselnerprobt,dasniedrigviskoseSilikonölM5unddasebenfalls mittelviskoseSilikonölM500.SilikonölM5besitzteineähnlicheViskositätwieToluol, dennochkonntenkeinestabilenKapselnhergestelltwerden.AuchdasSilikonölM500 eignetsichnurbedingtfürdieKapselherstellung,dadurchdiehoheViskositätdesÖls (ca.500mPa)dieHerstellungeinerEmulsionerschwertwird.AusdiesemGrundwirdin dieserArbeitlediglichdieHerstellungvonKapselnmitdemSilikonölM100behandelt. DerEinschlussvonWirkstoffenstellteinebesondereHerausforderungbeider Kapselherstellungdar,denndieKapselnkönnennurdannalsSchutzhüllefungieren, wenndieeingeschlossenenSubstanzendieKapselhüllenichtpassierenkönnen.In Abb.5.22(rot)istdieVerpackungvonMolekülenschematischdargestellt.UmMoleküle sicherineADF4(C16)Kapselneinschließenzukönnen,werdenmögliche VerkapselungsproduktebereitszurwässrigenProteinlösung(Abb.5.22)hinzugegeben, sodassdiesewährenddesAssemblierungsvorgangesderProteineanderGrenzflächein derwässrigenPhasesindunddadurchindieneugebildeteKapseleingeschlossen werden.
Ergebnisse 109 5.5.2 MikroskopischeCharakterisierungderKapseln NachderHerstellungderEmulsionkönnendieKapselnlichtmikroskopischinder Ölphasedetektiertwerden(Abb.5.23). Abb.5.23:eADF4(C16)KapselninSilikonölM100nacheinemTag. KapselnauseADF4(C16)bestehenauseinemwässrigenKern,welchervoneinem dünnenProteinfilmumgebenist.InSilikonölunterscheidensiesichlichtmikroskopisch nichtvondeninWasserüberführtenKapseln(Abb.5.24).DieinAbb.5.24dargestellten KapselnwurdendurchdeninAbb.5.22beschriebenenVorgangausdemSilikonölin Wasserüberführt. Abb.5.24:eADF4(C16)KapselninH2OMQ,direktnachdemTransferinWasser. OhnedenzusätzlichenResuspensionsschrittmit50%EthanolkonntenkeineinWasser stabilenKapselngeneriertwerden,sondernlediglichkleineProtein‐Filmstückeinder wässrigenPhasebeobachtetwerden.DieÜberführungsversucheohneEthanolerfolgten durchResuspensionderEmulsionmitWasser,durchkurzeZentrifugationsschritte (1min,100xg)inWasseroderdurchZugabevonEmulgatoren(u.a.Tween20)und anschließendemResuspendierenbzw.ZentrifugierenindiewässrigePhase. FluoreszenzmikroskopischeAufnahmenvonKapseln(Kapitel4.9.2),hergestelltaus eADF4(C16)undNHS‐Fluoreszein‐markiertemeADF4(C16)(Kapitel4.5.2)inWasser zeigen,dasssichdasProteinanderÖl‐Wasser‐Grenzflächeangelagerthatundzueinem
Ergebnisse 110 Filmassembliertist(Abb.5.25A‐C).DurchCLSM(Kapitel4.9.4)konntebestätigtwerden, dasssichdasProteinanderKapselgrenzflächeangelagertunddorteinenFilmgebildet hat.Abb.5.25DzeigtdenQuerschnittdurchdieMitteeinereinzelnenKapsel.Hierbei wirddeutlich,dassdasfluoreszierendeProteinnuramAußenrandderKapselist,der wässrigeKernderKapselfluoresziertnicht. Abb.5.25:MikroskopischeAufnahmenvonKapselnauseADF4(C16)undNHS‐Fluoreszein‐markiertem eADF4(C16)inWasser.A)LichtmikroskopischeAufnahme,B)FluoreszenzmikroskopischeAufnahmeund C)ÜberlagerungderbeidenAufnahmen.DerMaßbalkenindiesendreiAbbildungenentspricht50µm. D)CLSM‐AufnahmeeinereinzelnenKapsel.DerMaßbalkenentspricht10µm. 5.5.3 Membranpermeabilität DieBestimmungderPermeabilitätdereADF4(C16)Kapselnistbesondersfürdie VerpackungvonWirkstoffenoderEnzymenwichtig.AktiveStoffekönnendurchden EinschlussinKapselnnurdannerfolgreichvorderUmgebunggeschütztwerden,wenn sienichtdurchdiePorenderKapselhüllediffundierenkönnenbzw.wennProteasen oderähnlicheunerwünschteMolekülenichtindieKapselnhineingelangenkönnen.Für aufBasisvonToluolhergestellteeADF4(C16)KapselnwurdedieDurchlässigkeitder Kapselmembranbereitsdetailliertanalysiert.99,100DiemittlereAusschlussgrößeder
Ergebnisse 111 Kapselmembranliegtbei27kDa(Kapitel4.7.3).UmmöglicheÄnderungenbedingtdurch dieUmstellungdesHerstellungsprozesseszuanalysieren,wurdendie eADF4(C16)KapselnbeiderHerstellungmitFITC‐Dextranunterschiedlichen Molekulargewichts(3‐5kDa,20kDaund40kDa)beladen.VorderÜberführungder KapselnausSilikonölinWasseristdeutlicherkennbar,dassalleKapselnbzw.wässrigen Tropfengrünfluoreszieren(Abb.5.26).DasumgebendeSilikonölverhindertdie DiffusionderfluoreszenzmarkiertenDextraneausdenKapseln. Abb.5.26:eADF4(C16)KapselnmiteingeschlossenemFITC‐DextranverschiedenerGrößenin SilikonölM100undWasser.Maßbalken:50µm. NachdemTransferderKapselninWasserwurdenerneutmikroskopischeFluoreszenz‐ undHellfeld‐AufnahmenderKapselnerstellt(Abb.5.26).Hierbeiwurdedeutlich,dass lediglichdieKapselnFluoreszenzaufwiesen,welcheDextranemiteinem Molekulargewichtvonmindestens40kDaenthielten.DieFITC‐Dextrane,welcheein geringeresMolekulargewichtbesitzen,warenbereitsausdenKapselnhinausdiffundiert, sodassdieKapseln,diemit3‐5kDaFITC‐Dextranenund20kDaFITC‐Dextranenbeladen waren,keineFluoreszenzaufwiesen.
Ergebnisse 112 5.6 HerstellungvonKapselnmittelsMikrofluidik IndenbisherigenVersuchenzurKapselherstellungwurdeeinemanuelle EmulsionsherstellungmittelsPipetteverfolgt(Kapitel4.7.1).EinNachteildieser MethodeistdieinhomogeneGrößenverteilungderKapseln,diedurchdie ungleichmäßigeGrößenverteilungderEmulsionstropfengegebenist.AusdiesemGrund, undummöglichstkleineKapselnherzustellen,wurdeimFolgendeneinAnsatzzur HerstellungvoneADF4(C16)KapselnmittelsMikrofluidikverfolgt(Kapitel4.7.2).Neben denkleinenDimensionenderKapselnliegteinweitererVorteildieserMethodeinihrer KontinuitätundAutomatisierbarkeit,welchefürvieleAnwendungenwichtigist. ErsteVersuchezurHerstellungvonKapselnauseADF4(C16)undToluolunter VerwendungvonMikrofluidik‐KanalstrukturenwurdenvonMarkusHarasimwährend seinerDiplomarbeit(Prof.Bausch,LehrstuhlfürZellbiophysik,TUMünchen)verfolgt.239 HierbeikamesjedochzuProblemen,sodassdieKapselherstellungimMikrofluidik‐ MaßstabinderDiplomarbeitvonMarkusHarasimnichtabgeschlossenwurde. HiersolltedasSystemvonToluolaufSilikonölumgestelltundzusätzlicheinebestehende ProblematikdesAuslaufsausdenChipsgelöstwerden.EineNeuerungstelltdasLayout derKanalstrukturendar,beidemdieEmulsionstropfendurchAbreißenaneiner rechtwinkligenKantegebildetwerden.BeidiesemVerfahrenwirddieProteinlösung durcheinenimVergleichzumÖl‐ZuflussrelativkleinenKanalineinerT‐Kreuzungindas Öleingeleitet(Abb.5.27undAbb.5.28).DieProteinlösungbildetinderkontinuierlichen ÖlphasekleineTropfen,sobalddieentstehendeScherspannungdie OberflächenspannungderGrenzschichtübersteigt(Abb.5.27).DieGrößeder EmulsionstropfenwirdhierbeivondenFließgeschwindigkeitendesÖlsundder Proteinlösungbestimmt.
Ergebnisse 113 Abb.5.27:Tropfenbildung(Puffer)anderT‐KreuzunginnerhalbderKanalstruktur.Maßstab:100µm. ImAnschlussandieT‐Kreuzung,sobaldsichdieTropfengebildethaben,wirdderKanal ingewundenerFormweitergeleitet(Abb.5.28). Abb.5.28:EinfacheMikrofluidik‐KanalstrukturfürdieHerstellungvonKapselnauseADF4(C16). UnterVerwendungdieserStrukturistesgelungen,homogeneEmulsionstropfen (Puffer),miteinemDurchmesservonca.100µmherzustellen,welcheproblemlosdurch dieKanalstrukturfließen.UmkleinereTropfenherzustellen,müssenlediglichdie KanaldurchmesserverringertoderdieFlussratenerhöhtwerden.BeiVersuchenmit eADF4(C16)kamesimVergleichzudenVersuchenmitPufferteilweisezuAblagerungen desProteinsandenKanalwänden,wodurchdieserblockiertwurde.Dieskonntemit einerBeschichtungderKanalinnenseitendurchSigmacote®behobenwerden.Bei Sigmacote®handeltessichumeinchloriertesOrganosiloxan,welchesinHeptengelöst ist.EsreagiertmitdenSilanol‐GruppenderPDMS‐Oberflächenundbildeteinen
Diskussion 121 6 Diskussion SpinnenseideverfügtüberaußerordentlicheEigenschaften,sowohlhinsichtlichihrer Mechanik26,27,41,240alsauchhinsichtlichihrernatürlichenBiokompatibilitätund Bioabbaubarkeit.240,241EinigedieserEigenschaftenfindensichauchinden verschiedenen,aufdemrekombinantenSpinnenseidenproteineADF4(C16)basierenden, Morphologienwieder. 6.1 eADF4PartikelalsWirkstofftransportsystem PartikelaufBasisvoneADF4(C16)eignensichu.a.alsWirkstofftransportsystemfür niedermolekularewasserlöslicheundwasserunlöslicheStoffe.101,102Durchdie kontrollierteWirkstofffreisetzungsollentoxischeNebenreaktionen,aufgrundvon kurzzeitigensehrhohenlokalenDosierungen,vermiedenwerden.117Eskonntebereits gezeigtwerden,dasseADF4(C16)Partikelerfolgreichmitunterschiedlichen Modellwirkstoffenbeladen,unddiese,jenachWirkstoffmolekülund Umgebungsbedingungen,wiederfreigesetztwerdenkönnen.102,105,133Sowohlder HerstellungsprozessderPartikel,alsauchihreBeladungs‐ undFreisetzungsvorgänge könnenausschließlichaufwässrigerBasisablaufen,undeskannauforganische LösungsmittelundhoheTemperaturen,wieesoftmalsbeiderVerarbeitungvon synthetischenPolymerenderFallist,242verzichtetwerden.98,102‐104Derbishererprobte BeladungsmechanismusdereADF4(C16)PartikelfürhydrophileWirkstoffeberuhtauf Diffusionsvorgängen,wodurchdiemaximaleBeladungdurchdas DiffusionsgleichgewichtzwischenPartikelundumgebendemMediumbestimmtwird.102 NebenderBeladungderPartikelistauchdieWirkstofffreisetzungdiffusionsgetrieben,102 siekannallerdingszusätzlichdurchproteolytischenVerdaudereADF4(C16)Proteine beschleunigtwerden.101DieBeladungderPartikelmithydrophobenWirkstoffenberuht aufco‐Präzipitation,ihreFreisetzungerfolgtausschließlichüberchemischeoder enzymatischeDegradationderPartikel.101 IndieserArbeitwurdeeineweitereBeladungsmethodeunterVerwendungderco‐ PräzipitationderPartikelmithydrophilenWirkstoffenerprobtundzudemderEinfluss einerchemischenundphysikalischenVernetzungderProteineaufdiePartikelundihre
Diskussion 122 biochemischenEigenschaften,ebensowieaufderenWirkstoffbeladungs‐ und Wirkstofffreisetzungsverhaltenanalysiert. 6.1.1 EinflussderVernetzungaufeADF4(C16)Partikel ChemischeVernetzungsreaktionensindbeiPolymerenundBiopolymerenweit verbreitetumNetzwerkezuverfestigen,Porengrößenzubeeinflussenoderdie chemischeundenzymatischeStabilitätzuverändern.Benzochinonebeispielsweise, könnendurchAktivierungmitUV‐LichtNetzwerkeausbildenundsomitHydrogele bilden.243,244EinweiteresBeispielistdiephotoinitiiertePolymerisationvon Polyethylenglykolzumakroporösen,vernetztenHydrogelen.245Aberauchbei BiopolymerenistdiechemischeVernetzungeinweitverbreitetesWerkzeug.Durchdie VernetzungvonChitosanmitGlutaraldehydkönnensicheinigeEigenschaftenwie beispielsweisedieWasserabsorption,Hydrophobizität,Ionenpermeabilität,sowie chemischeundmechanischeEigenschaftendesMaterialsändern.246 FürdiechemischeVernetzungdesrekombinantenSpinnenseidenproteinseADF4(C16) eignetsicheinaufRubpyundAPSbasierendesSystem.HierbeiwirkenRubpyundAPS alsInitiatoreneinerradikalischenReaktion,welchezurVernetzungvonaromatischen Aminosäuren,beieADF4(C16)zurVernetzungvonTyrosinen,führt(Kapitel5.1und 4.6.2,Abb.4.1).209Eswurdebereitsgezeigt,dassdieseMoleküleunterschiedliche AssemblierungsformendesrekombinantenSpinnenseidenproteinsvernetzenkönnen, z.B.HydrogeleundKapseln,100,210,211unddadurchdiechemischeundenzymatische StabilitätdieserMorphologienverbessern.DesWeiterenkonnteanhandvon ZellkulturversuchenmitFibrinogengezeigtwerden,dassdasVernetzenvonHydrogelen mitRubpykeinenegativenAuswirkungenaufneonatalehumaneHautfibroblasten hat.247 NebenderchemischenVernetzungderProteinekannaucheinephysikalische VernetzungdieEigenschaftenderPartikelbeeinflussen.Unterschiedliche MolekülkettenlängenvoneADF4(C8),eADF4(C16)undeADF4(C32)könnenzu veränderteninter‐ undintramolekularenWechselwirkungenderProteineführen (Kapitel5.2.5,5.2.6und5.2.7).
Diskussion 123 DasEinbringenderchemischenVernetzermoleküleRubpyundAPSindiePartikelmatrix wurdeanhandzweiverschiedenerRoutengetestet,co‐Präzipitationder VernetzermolekülemitdemProtein(CL_Fällung,Abb.5.1A)undEindiffundierenvon RubpyundAPSindiefertigausgebildetenPartikel(CL_Diffusion,Abb.5.1B)(Kapitel5.1). BeibeidenRoutenwareswichtig,dieVernetzungerstnachderPartikelassemblierung durchLichtzuinitiieren,wobeieinevorherigeAktivierungderVernetzungsreaktion lediglichzuamorpherAggregationführte.eADF4(C16)ProteineliegeningelösterForm unstrukturiert(randomcoil)vor,42,104wobeidieAusbildungderdi‐Tyrosinezueiner StrukturierungderProteinkettenführenkann,waswiederumdieLöslichkeitdes Proteinsherabsetzt. DiezweiunterschiedlichenVernetzungsroutenführtenzuPartikelnmitverschiedenen VernetzungsmusternunddarausresultierendenEigenschaften.Diechemische VernetzungbeeinflusstjedochnichtallePartikeleigenschaften.Hierkonntegezeigt werden,dassdieVernetzungderPartikelmitRubpyundAPSkeinenEinflussaufihre MorphologieoderSekundärstrukturhat(Kapitel5.2.1und5.2.3),dader VernetzungsprozesserstnachderPartikelassemblierunginitiiertwird.Diezusätzliche Ausbildungderdi‐Tyrosine,ebensowiedieverändertenMolekülkettenlängenunddie damiteinhergehendephysikalischeVernetzungderPartikel,hatzudemkeinen detektierbarenEinflussaufdiethermischeStabilitätderPartikel(Kapitel5.2.6). DurchdieVernetzungmitRubpyundAPSnimmtaberdiechemischeStabilitätder Partikeldeutlichzu(Tab.5.2).DurchdieBildungderdi‐Tyrosinekommteszur AusbildungvonzusätzlichenkovalentenBindungen,welchediePartikelstruktur stabilisieren.DieverwendeteVernetzungsroutehataufdieseBeobachtungenjedoch keinenEinfluss,eskönnenkeineUnterschiedezwischendenzweianalysiertenRouten detektiertwerden.DashatvieleVorteileinBezugaufmöglichetechnische Anwendungen.ChemischvernetzteeADF4(C16)Partikelsindnichtnurgegenüber wässrigenLösungenstabilsondernauchgegenübervielenorganischenLösungsmitteln (Tab.5.2).DadurchkönnendiePartikelauchinpartikelverstärktenKompositmaterialien zusammenmitsynthetischenPolymerenverwendetwerden.
Diskussion 124 ZusätzlichzurchemischenStabilitätistfürvieleAnwendungenauchdiekolloidale StabilitätderPartikelinLösungvonBedeutung.BeiKolloidenhandeltessichum heterogeneSysteme,dieausmikroskopischkleinen,geladenenPartikelnbestehen, welchegleichmäßigverteiltineinemMediumvorliegen.VielewichtigeEigenschaften eineskolloidalenSystemshängendirektoderindirektmitderelektrischenLadungbzw. demelektrischenPotentialderPartikelzusammen.231DasPotentialbestimmthierbeidie InteraktionsenergiezwischendenPartikeln.MeististdieseInteraktionsenergiedirektfür daskolloidaleVerhaltenderPartikelverantwortlich(Stabilitätgegenüber Koagulation).231DreiverschiedeneabstoßendeMechanismenderPartikelsindfürihre gleichmäßigeVerteilungimMediumundihreStabilitätgegenüberKoagulation entscheidend,elektrostatische,sterischeundelastischeAbstoßung.234DergrößteAnteil derAbstoßungsmechanismengehtaufdiesterischeundelektrostatischeAbstoßung zurück.BeidehinderndiePartikeldaran,sichzunahezukommenundsomitVan‐der‐ Waals‐Bindungenauszubilden.DiesekönntenmöglicherweisezuKoaleszenzführen. FürdieGrenzflächenladungderPartikelsindverschiedeneelektronegative SeitengruppenderProteineverantwortlich,welcheaufderPartikeloberfläche zugänglichsind.AbhängigvonderIonenstärkeunddempH‐Wertdesumgebenden MediumsergebensichOberflächenladungsverhältnissederPartikel,auswelchendurch ElektrophoresedasZetapotentialabgeleitetwerdenkann.Durchdiechemische VernetzungkommteszurAusbildungvondi‐Tyrosinen,welchesichvondenTyrosinen impKaihrerSeitenkettenunterscheidenkönnen.DadurchkannauchdasZetapotential dereADF4(C16)Partikelbeeinflusstwerden.PrinzipiellgilthierbeidieFaustformel,je höherdasZetapotential,destostärkeristdieelektrostatischeAbstoßungderPartikel unddestobessersinddiePartikelinderDispersionstabilisiert.234DieÄnderungdes PotentialsdereADF4(C16)PartikelaufgrundderchemischenVernetzungderProteine hatallerdingsnureinengeringenEinflussaufdaskolloidaleVerhaltenderPartikel.Das liegtzumeinendaran,dassdieVeränderungendesZetapotentialsnurgeringwaren (±8mV)(Tab.5.1,Kapitel5.2.4),zumanderendaran,dasssichderEinflussder sterischenAbstoßungdurchdiechemischeVernetzungnurgeringfügigveränderthaben sollte.Tab.6.1zeigteineallgemeineEinschätzungderphysikalischenStabilitätvon DispersionenanhanddesZetapotentials.234BerechnetmandasZetapotentialder
Diskussion 125 eADF4(C16)PartikelnachderTheorievonSmoluchowski,soerhältmanfürunvernetzte PartikelinH2OMQeinenWertvonca.‐36mV,dasZetapotentialdervernetztenPartikel liegtbeica.‐44mV.SomitweisendieunvernetzteneADF4(C16)PartikelinH2OMQnach derUnterteilungvonRiddick234inDispersionenkeineAgglomerationauf,diechemisch vernetztenPartikelzeigeninDispersionensogareineguteStabilität. Tab.6.1:UnterteilungderStabilitätenvonDispersionenanhanddesZetapotentialsnachRiddick.234 KennzeichenderStabilitätZetapotential(mV) MaximaleAgglomerationundSedimentation +3bis0 AusgeprägteAgglomerationundSedimentation ‐1bis‐4 leichteAgglomerationundSedimentation ‐5bis‐10 SchwellezurAgglomeration‐11bis‐20 GeringeAgglomeration‐21bis‐30 KeineAgglomeration ‐31bis‐40 GuteStabilität‐41bis‐50 SehrguteStabilität‐51bis‐60 AusgezeichneteStabilität‐61bis‐80 MaximaleStabilität‐81bis‐100 DieelektrophoretischeMobilitätist,wiebereitserwähnt,nichtnurvonder AminosäurezusammensetzungunddemVernetzungsgradderPartikel,sondernauchvon denUmgebungsbedingungenabhängig.UnterVerwendungderTheorievonO´Brienund White232istesgelungen,dieelektrophoretischeMobilitätvoneADF4(C16)Partikelnin AbhängigkeitvonderIonenstärkeunddempH‐WertmiteinerVarianzvon30%zu berechnen(Abb.5.7,Kapitel5.2.4).DieVarianzgehthierbeiaufdieVariabilitätder Oberflächenladungsverteilungzurück,welcheu.a.durchdieVerteilungder AminosäurenimInnerenderPartikelundaufderOberflächebestimmtist.Lediglichbei derAbhängigkeitderelektrophoretischenMobilitätvonderIonenstärke,weichendie theoretischenunddiegemessenenWertestärkervoneinanderab.DieseAbweichungen gehenaufdieSteifigkeitderPartikelunddiesterischenWechselwirkungenzwischenden ProteinenundderumgebendenLösungzurück.DieverwendeteTheorievonO´Brien undWhitebeziehtsicheigentlichaufhartePartikel,beihydratisierten eADF4(C16)PartikelnhandeltessichjedochumeinimVergleichweichesMaterial,
Diskussion 126 wodurcheszuleichtenAbweichungenbeiderBestimmungderelektrophoretischen Mobilitätkommenkann. Abb.6.1:BereichedereADF4(C16)Partikel,welchedurchdieelektrophoretischeMobilitätunddie kraftspektroskopischenAnalysenderPartikelbestimmtwerdenkonnten(NicolasHelfricht,Physikalische ChemieII,UniversitätBayreuth). (ModifiziertnachHelfrichtetal,2013,eingereichtbeiBiomaterSci,mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry) KombiniertmandieErgebnissederelektrophoretischenMobilitätsmessungenmitden GrenzflächeneigenschaftenderPartikel,sowirddeutlich,dassessichbeiden InteraktionsprofilenzwischendenimmobilisiertenSilikat‐Probenkörpernundden eADF4(C16)PartikelnumsehrkomplexeProfilehandelt(Abb.5.8,Kapitel5.2.4).Das liegtdaran,dassbeiderColloidalProbeTechniquebeiunterschiedlichenAbständender Partikel,verschiedeneInteraktionenzwischendiesenauftreten.Ausdendaraus gewonnenenProfilenkanndurchFittenaufBasisderPoisson‐BoltzmannGleichungein speziellerBereichderPartikeldefiniertwerden,diediffuseSchicht(Abb.6.1).229Es handeltsichbeidieseräußersten,diePartikelumgebendenSchichtumelektrostatische Wechselwirkungen,welcheaufLadungenaufderPartikeloberflächeundden entsprechendenGegenioneninderumgebendenLösungzurückgehen(I).Dieser BereichgehtineinenzweitenBereichüber,inwelchemdiesterischenInteraktionen zwischenPartikelundCantileverimVordergrundstehen(II).DerdritteBereichwird durchdiemechanischeDeformationdeseADF4(C16)Partikelsbestimmt(III),welche durchdiemechanischenAnalysencharakterisiertwurde. SowohldasQuellverhaltenderPartikel(Abb.5.4,Kapitel5.2.2)alsauchihre mechanischeStabilität(Kapitel5.2.7)sind,imGegensatzzuverschiedenenanderen Eigenschaften,vonderVernetzungsrouteabhängig.DasQuellverhaltenspieltbei Partikeln,welcheinmedizinischenundpharmazeutischenBereichenAnwendungfinden sollen,einewichtigeRolle.VielePartikelwerdenmeistimdehydratisiertenZustand
Diskussion 127 analysiert(REM)aberimhydratisiertenZustandverabreicht.Beivernetzten eADF4(C16)PartikelnwerdendieunstrukturiertenRegionendesProteinsdurchdie Bildungderdi‐Tyrosinezusätzlichstabilisiert,sodassdieseunterWassereinflussweniger starkquellen(Kapitel5.2.2).Durchco‐PräzipitationhergestelltePartikelweisenhierbei eineVerteilungderdurchdiedi‐Tyrosineentstandenenzusätzlichenkovalenten BindungenüberdenganzenPartikelauf,diePartikelsinddadurchinsichbesser stabilisiert(Quellfaktor1,4)(Kapitel5.2.2).DurchDiffusionmitRubpyundAPSbeladene PartikelweisenlediglicheinezusätzlicheStabilisierungindenäußerenBereichender Partikelauf,sodassdiesestärkerquellen,alsdiesfürPartikelderanderen Vernetzungsroutebeobachtetwerdenkonnte(Quellfaktor1,76)(Kapitel5.2.2). DesWeiterenkonntegezeigtwerden,dassdieWasseraufnahmeund‐abgabeder vernetztenundunvernetzteneADF4(C16)PartikelauchnachzehnWiederholungen vollständigreversibelsind(Kapitel5.2.2,Abb.5.5).Abb.6.2fasstdenEinflussder chemischenVernetzungaufeADF4(C16)PartikelineinemModellnochmalszusammen. Abb.6.2:ModellzumEinflussderchemischenVernetzungaufdiemechanischenEigenschaftenunddas QuellverhaltenvoneADF4(C16)Partikeln.UnterschiedeimQuellverhaltenwerdendurchdie Partikelgrößensymbolisiert.ImdehydratisiertenZustandhatdiechemischeVernetzungkeinenEinfluss aufdiemechanischenEigenschaftenderPartikel.DermittlereE‐ModulderdehydratisiertenPartikelist deutlichgrößeralsderE‐ModulderhydratisiertenPartikel.Dieunterschiedlichenmechanischen EigenschaftenwerdendurchdieunterschiedlichenLiniendickenvereinfachtdargestellt. (ModifiziertnachNeubaueretal,2013,eingereichtbeiBiomaterSci,mitGenehmigungderRoyalSocietyofChemistry)
Diskussion 128 DiemechanischeStabilitätvonPartikelnspieltinvielenAnwendungsbereicheneine wichtigeRolle.248Daheristeswichtig,dieMaterialienvoreinemmöglichenEinsatzauf ihremechanischeWiderstandfähigkeithinzuuntersuchen. IndervorliegendenArbeitwurdendiemechanischenEigenschaftenvonhydratisierten unddehydratisiertenPartikelnanalysiert(Kapitel5.2.7).Hydratisierte eADF4(C16)PartikelweisenhierbeieinelastischesVerhaltenauf,dehydratisierte Partikelhingegensindmechanischwesentlichstabiler,wodurchsiesichfüreine möglicheAnwendungimBereichderpartikelverstärktenKompositmaterialieneignen. HydratisierteeADF4(C16)PartikelweiseneinenmittlerenE‐ModulimMega‐Pascal‐ Bereichauf(ca.3MPa),dehydratisierteeADF4(C16)PartikelimGiga‐Pascal‐Bereich(ca. 1GPa).MöglicheEinflüsseeinerchemischenoderphysikalischenVernetzungkonnten lediglichfürhydratisiertePartikelbeobachtetwerden.SowohldieMolekülkettenlängen derProteinealsauchdieBildungderdi‐Tyrosinewirkensichdeutlichaufdaselastische VerhaltenderPartikelaus(Abb.5.13).Di‐TyrosinesorgenfüreineStabilisierungder unstrukturiertenPartikelbereiche,wodurchdievernetztenPartikelimhydratisierten ZustandeinenhöherenE‐Modulalsdieunvernetztenaufweisen.DieVernetzungsroute hatebenfallseinenEinflussaufdiemechanischenEigenschaftenderPartikel (Abb.5.13A).DasgleichmäßigeEinbringenderVernetzermoleküleindiePartikel (CL_Fällung)führtzueinerhomogenenVernetzung.Durchdiezusätzlichenkovalenten Bindungenentstehteinstabiles,abertrotzdemelastischesNetzwerk.DermittlereE‐ Modulhydratisierter,vernetztePartikelliegtbeica.5,5MPa,derderunvernetztenbei ca.3MPa.DieDiffusionderVernetzermoleküleindiePartikelführthingegenzueiner ungleichmäßigenVerteilungvonRubpyundAPSüberdiePartikel,insbesondereinden RandbereichenkommteszueinerstarkenVernetzung.Daswirktsichauchaufdas mechanischeVerhaltenaus,hydratisiertePartikeldieserRouteweisenimVergleichzu denunvernetztenundüberdiezweiteRoutevernetztenPartikelndenhöchstenE‐Modul (ca.8,5MPa)auf.DiephysikalischeVernetzungderProteinehateinenähnlichenEinfluss aufdieMechanikderPartikel.JekürzerdieMolekülkettenlängederProteine,desto geringeristdermittlereE‐ModulderhydratisiertenPartikel(Abb.5.13B).Hydratisierte eADF4(C8)PartikelbesitzeneinenmittlerenE‐Modulvonca.2,5MPa, eADF4(C16)Partikelvonca.3MPaundeADF4(C32)Partikelvonca.5,5MPa.Dashängt
Diskussion 129 mitdeninter‐undintramolekularenWechselwirkungenderMolekülkettenzusammen. Insbesonderedie‐FaltblättersorgendurchhydrophobeWechselwirkungenzwischen deneinzelnenpoly‐Alanin‐BereichenfürdieStabilitätderPartikel.Jemehrpoly‐Alanin‐ BereicheineinemMolekülvorkommen,destostärkerkönnendiedarausgebildeten‐ FaltblättermiteinanderwechselwirkenundsorgendadurchfürdiezusätzlicheStabilität derPartikel.EineähnlicheStabilitätdurch‐Faltblätterkannauchimnatürlichen Spinnenfadenbeobachtetwerden,daimSeidenfadendieStabilitätdesFadensaufdie‐ faltblattreichenBereichezurückgeführtwird.32‐34 AuchbeianderenPolymerenkanneinEinflussderKettenlängebzw.des MolekulargewichtsaufdiemechanischenEigenschaftenoderaufdas WirkstofffreisetzungsverhaltenderPartikelbeobachtetwerden.AnhandvonChitosan konntegezeigtwerden,dassdasMolekulargewichtdesverwendetenChitosanseinen entscheidendenEinflussaufdieFestigkeitundFlexibilitätderresultierendenPartikel hat.249‐251DesWeiterenhängtbeispielsweisedasMolekulargewichtvonKollagenen direktmitdendarausresultierendenPartikelgrößenzusammen.252Einähnliches VerhaltenkannfürsynthetischePolymerebeobachtetwerden.Sokonntegezeigt werden,dassdieBeladungseffizienzvonPartikelnaufBasisvonPEGu.a.vom Molekulargewichtabhängigist.253,254AuchaufdiePartikelgrößehatdieKettenlängedes PEGeinenEinfluss,mitzunehmenderKettenlängenimmtdiePartikelgrößezu.253 ZusätzlichkonnteeinEinflussderPEG‐KettenlängeaufdieHydrophilieundFlexibilität derco‐Polymerebeobachtetwerden.255AlsweiteresBeispielfürsynthetischePolymere wirdauchbeiPolyethylenterephthalat(PET)eineAnhängigkeitdermechanischen EigenschaftenvondemMolekulargewichtbeschrieben.256 6.1.2 WirkstofftransportundWirkstofffreisetzung DasWirkstoffaufnahme–undFreisetzungsverhaltenvoneADF4(C16)Partikelnwurde anhandvonRhodaminBalsModellwirkstoffanalysiert.EshandeltsichbeiRhodaminB umeinenhydrophoben,wasserlöslichenFluoreszenzfarbstoff,welcherbeineutralem pH‐Wertzwitterionischvorliegt.257MitHilfediesesModellwirkstoffeswaresmöglich, zweiverschiedeneBeladungsstrategienzuverfolgen,co‐PräzipitationundDiffusion (Kapitel5.3).Eskonntehierbeibeobachtetwerden,dassco‐Präzipitationdes
Diskussion 136 Abb.6.3:SchematischeDarstellungderSchutzfunktiondereADF4(C16)Kapsel. DieVersuchezurEnzymaktivitätvon‐Galaktosidaseundseiner‐komplementierten Formzeigten,dassdiealleinigeAnwesenheitvongelöstemeADF4(C16)dieAktivitätdes ‐komplementiertenEnzymserhöht(Abb.5.32,Tab.5.3).DieseEigenschaftgehtauf bereitsbeobachteteStabilisierungseffektederSeidenproteineaufEnzymezurück.265,266 Kontrollenhabenallerdingsgezeigt,dassdieAnwesenheitvongelöstemeADF4(C16) odervonleerenKapselnauseADF4(C16)nichtalsSchutzsystemfürdieEnzyme gegenüberProteasenausreicht(Abb.5.34),dieVerpackungineinerKapselistalsSchutz notwendig. DieGrößederhergestelltenKapselnlässtsichbisherlediglichüberdieEmulsion einstellen.MikrofluidikisteineeleganteLösung,homogeneKapselndefinierterGröße herzustellen.DieserAnsatzkonnteindervorliegendenArbeitjedochnichtabschließend bearbeitetwerden.DurchdiemodifizierteKapselherstellungmitSilikonölkommteszu keinerdirekten‐Faltblattbildung,welchefürdieHerstellungvonstabilen, wasserunlöslichenKapselnnotwendigist. DasDeformations‐ undFließverhaltenvonPartikelninMikrofluidik‐Kanälenlässtsich relativgenausimulieren.267DadurchkanndasStrömungsverhalteninnerhalbeiner Kapsel,währendsiedurchdieKanälefließt,vorhergesagt,unddiefürdieKapselbildung wichtigenDiffusionsvorgängedesProteinsandieÖl‐Wasser‐Grenzschichtoptimiert werden.UmdieAusbildungeinermechanischstabilenKapselhülleimMikrofluidik‐Kanal zugewährleisten,isteineNachbehandlungderProteinemitEthanolnotwendig.Hierfür mussdemLayouteinzusätzlicherKanalhinzugefügtwerden.DiegeschwungenenKanäle solltenjedocherhaltenbleiben,dadurchdieFormunddiedadurchgegebenen FließeigenschaftenderTropfen,dieDurchmischunginnerhalbderEmulsionstropfen
Diskussion 137 verbessertwird239unddadurchfüreinebeschleunigteDiffusiondesProteinsandieÖl‐ Wasser‐Grenzfläche,woeszueinemdünnenFilmassembliert,sorgen.Dabeiistjedoch zuberücksichtigen,dassdasStrömungsverhaltenderPartikeldurchdenneuenZufluss nichtnegativbeeinflusstwird.TurbulenteStrömungenkönnendiegebildeten EmulsionstropfenvorderStabilisierungdurchEthanolzerstören.DerEinflusssolcher StrömungenkannjedochebenfallsdurchSimulationsversuchevorabanalysiertwerden, sodassdasLayoutoptimalangepasstwerdenkann.MöglicheAnwendungsgebietevon artifiziellenKapselnsindu.a.imBereichdeskontrolliertenWirkstofftransportsoder auchalsMikroreaktoren.267 6.4 RekombinanteSpinnenseidenproteinealsWirkstofftransportsystemim VergleichzuanderenPolymeren DieAnforderungenanPolymereimBereichderkontrolliertenWirkstofffreisetzungsind großundwurdenbereitsinderEinleitungausführlichbeschrieben.Hierzuzähltu.a. eineguteKontrolleüberdieStrukturundFunktiondesMaterials,einegutemechanische StabilitätundeineeinfacheVerarbeitungderMaterialieninunterschiedliche Morphologien.HinzukommenzusätzlicheAnforderungen,welchesichaufdie VerträglichkeitdereingesetztenPolymerebeziehen,z.B.Bioabbaubarkeitinungiftige ProdukteundBiokompatibilität.130EswerdenbereitseineVielzahlunterschiedliche natürlicheundsynthetischePolymerefürdenEinsatzalsWirkstofftransportsystem erfolgreichgetestet,dazuzählennebenvielenanderen,Alginat,Kollagen,Fibroinund SpinnenseidealsVertreterdernatürlichenPolymere(Tab.3.5)undPLGoderPEGals BeispielefürsynthetischePolymere(Tab.3.4).74,79,102,113,123,130,268Sovielfältigwiedie verwendetenMaterialiensindauchihreMorphologienund Verarbeitungsmethoden.104,262,269 eADF4(C16)vereintvieledergenanntenAnforderungenfüreinenEinsatzimBereichdes kontrolliertenWirkstofftransports,imVergleichzuetabliertensynthetischenPolymeren. EskannbeispielsweisedurchProteaseninPeptidemetabolisiertwerden,wodurches einermöglichenAkkumulationimOrganismusentgegenwirkt.SynthetischePolymere hingegenakkumulierenoftmalsimKörperoderwerdenintoxische Degradationsprodukteabgebaut.UmdieseMaterialientrotzdemimKörperanwenden zukönnen,müssendiePartikelundKapselnentwedernachderWirkstofffreisetzung
Diskussion 138 explantiertwerdenodereineandereMöglichkeitgefundenwerden,umdietoxischen Abbauproduktezuvermeiden.270VorteiledesrekombinantenProteinsgegenüber synthetischenMaterialiensinddieguteBiokompatibilität,Bioabbaubarkeitundgeringe Immunogenität. InsbesonderedieVerpackungvonaktivenWirkstoffenaufProteinbasisstellteine Herausforderungdar.VieleproteinbasierteWirkstoffeweiseninLösungeinesehr geringeHalbwertszeitauf,durchdieImmobilisierungdieserWirkstoffeinKapselnoder PartikelnkanndieHalbwertszeitdeutlichverlängertwerden.DieVerpackunghatsomit zusätzlichzuihrerSchutzfunktionaucheinenstabilisierendenEinflussaufdieverpackten ProteineoderEnzyme.130NichtnureADF4(C16),auchanderenatürlicheBiomaterialien habeninsbesondereindiesemBereicheinenentscheidendenVorteilgegenüber synthetischenPolymeren.DurchdieVerarbeitungnatürlicherPolymereunterwässrigen BedingungenwirddieAktivitätderverpacktenProteineundEnzymenichtnegativ beeinflusst,ganzimGegenteilzurNutzungsynthetischerPolymere.Synthetische PolymerebenötigenmeisthoheTemperaturen,organischeLösungsmitteloder Ultraschallbehandlung,umindiegewünschtenMorphologienüberführtzuwerden.242 DieseBehandlungenkönnensichnegativaufdieAktivitätderzuverpackenden Materialienauswirken. EineEigenschaft,welcheProteinealsWirkstofftransportsystemweiterhervorhebtistdie VielzahlanBeladungsmöglichkeitenundBindekapazitätenfürWirkstoffe.Hierzuzählen sowohldieInteraktionenderWirkstoffmolekülemitdenProteinenüberelektrostatische undhydrophobeWechselwirkungenoderkovalenteBindungen,alsauchmögliche OberflächenmodifikationenüberfunktionelleGruppen,dieeinengezieltenTransport derWirkstoffeandenZielortermöglichen.136VielediesergenanntenEigenschaften findensichauchbeiPolysaccharidenwieder.ProteineundsomitaucheADF4(C16) weisenjedochaufgrundihrerVielfaltanMorphologienundihrerFähigkeitzu Emulgieren,Wasserzubindenundselbstzuassemblieren,136,270eingrößeresPotential fürmedizinische,pharmazeutischeundtechnischeAnwendungenauf. EinNachteilvonnatürlichenProteinentierischenUrsprungsistihrstarkesQuellenin Wasser,wodurchWirkstoffmoleküleleichterausdenPartikelnfreigesetztwerden
Diskussion 139 können.EinekontrollierteWirkstofffreisetzungübereinenlangenZeitraumistdadurch nichtmöglich.270EineMöglichkeitdaszuverhindernistbeispielsweiseeinezusätzliche chemischeVernetzungderProteine,welcheeinerseitsEinflussaufdieHydrophobizität derPartikelnehmenundandererseitsdiePorengrößenderPartikelbeeinflussen.Diese ProblematiktrittbeisynthetischenPolymerenwenigerausgeprägtauf.EinWeiteres, insbesonderebeiMaterialientierischenUrsprungsauftretendesProblemsindmögliche viraleKontaminationen.271EinigeVirenkönnenbeimMenschengefährlicheKrankheiten auslösen,hierzuzählenz.B.HepatitisB‐Viren,HepatitisC‐VirenoderderHumane Immunodefizienz‐Virus(HIV).AuchKontaminationendurchPrionen,welcheebenfallszu schwerenErkrankungenbeimMenschenführenkönnen,sindmöglich.Einbekanntes BeispielfüreineaufPrionenzurückgehendeErkrankungbeimMenschenistdie Creutzfeld‐Jakob‐Krankheit.271EswerdenbereitsverschiedeneAnsätzeverfolgt,die KontaminationenvonbiopharmazeutischenProduktenmitViren,BakterienundPrionen zureduzieren.SogibtesbeispielsweisespezielleNanofilter,272welcheVirenaus Lösungenherausfilternsollen,teilweisekombiniertmitSäulenchromatrographie272,273 oderdieBehandlungderProbenmitUV‐StrahlenodermitOzon.198 NichtnureADF4(C16),auchandereProteineeignensichfürmedizinischeund pharmazeutischeAnwendungen.eADF4(C16)hatjedochdenVorteil,dassesdurchdie rekombinanteHerstellungunabhängigvonUmwelteinflüssen,natürlichen KontaminationenundKrankheitserregernmiteinergleichbleibendhohenQualität hergestelltwerdenkannundtrotzdemvielederEigenschaftendernatürlichenSeide aufweist.HierzuzählendieguteBiokompatibilität,274‐276dieBioabbaubarkeitunddie gutenmechanischenEigenschaftenderPartikel,dieindervorliegendenArbeit aufgezeigtwurden.DurchdiebiotechnologischeHerstellungsweiseisteszudem möglich,dieProteineandiegewünschtenAnforderungenanzupassen,beispielsweise durchEinfügenspeziellerPeptideumdieendozytotischeAufnahmeinZellenzu begünstigenoderspezielleSequenzen,wodurchdieZelladhäsionverbessert,die OberflächeneigenschaftenverändertoderzusätzlicheenzymatischeSchnittstellen eingefügtwerden.216,274
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