Elaboración de productos nutracéuticos por liofilización a partir de kiwi

UNIVERSITAT POLITÈCNICA DE VALÈNCIA ESCOLA TÈCNICA SUPERIOR D´ENGINYERIA AGRONÒMICA I DEL MEDI NATURAL ELABORACIÓN DE PRODUCTOS NUTRACÉUTICOS POR LIOFILIZACIÓN A PARTIR DE KIWI TRABAJO FIN DE GRADO GRADO EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA DE LOS ALIMENTOS CURSO ACADÉMICO: 2015-2016 VALENCIA, JULIO 2016 Autora: Andrea Rodríguez Company Tutora: Eva García Martínez License Type: Creative commons; Attribution-Noncommercial-No Derivative Works ELABORACIÓN DE PRODUCTOS NUTRACÉUTICOS POR LIOFILIZACIÓN A PARTIR DE KIWI Autora: Andrea Rodríguez Company Tutora: Eva García Martínez Valencia, Julio 2016 RESUMEN En este estudio se ha trabajado con kiwi y se ha analizado la influencia del secado por liofilización y la incorporación de goma arábiga como agente encapsulante, con el fin de conocer la viabilidad de esta tecnología para la obtención de productos nutracéuticos a base de extractos de kiwi con alta capacidad antioxidante. Se han realizado extracciones con distintos disolventes para obtener la mayor cantidad de compuestos bioactivos hidrosolubles (compuestos fenólicos y vitamina C) y liposolubles (carotenoides) y se ha evaluado la actividad antioxidante por los métodos DPPH, FRAP y ABTS. Por otra parte, se han secado los diferentes extractos obtenidos y se ha evaluado la influencia del proceso de obtención de los extractos sobre los mismos componentes y propiedades analizados en los extractos en disolución. Los resultados más destacados han sido que la liofilización permitió obtener productos de kiwi en polvo de alta calidad funcional. Este proceso repercutió positivamente, favoreciendo la extracción de fenoles y carotenoides totales, pero disminuyó el contenido en vitamina C, lo cual repercutió en la actividad antioxidante. La actividad antioxidante evaluada en los extractos hidrofílicos fue mayor que en el lipofílico. Concretamente en la muestras de kiwi fresco destacó la actividad antioxidante del extracto de vitamina C, mientras que para las muestras liofilizadas fue el extracto fenólico. En general, la incorporación de goma arábiga como aditivo tecnológico favoreció la estabilidad de los fitoquímicos estudiados, demostrando su acción encapsulante y protectora de los mismos, y mejoró la actividad antioxidante. La obtención de los extractos de kiwi deshidratados causó ligeras pérdidas en los compuestos bioactivos y en la actividad antioxidante, alrededor del 10% en el kiwi sin goma arábiga y entre 0-2% en los extractos con este soluto. PALABRAS CLAVE: Kiwi, liofilización, encapsulación, goma arábiga, extracción de bioactivos, capacidad antioxidante ELABORACIÓ DE PRODUCTES NUTRACÈUTICS PER LIOFILITZACIÓ A PARTIR DE KIWI Autora: Andrea Rodríguez Company Tutora: Eva García Martínez Valencia, Julio 2016 RESUM En aquest estudi s'ha treballat amb kiwi i s'ha analitzat l’influència del secat per liofilització i la incorporació de goma aràbiga com a agent encapsulant, a fi de conéixer la viabilitat d'aquesta tecnologia per a l'obtenció de productes nutracéutics a base d'extractes de fruita amb elevada capacitat antioxidant. S'han realitzat extraccions amb diversos dissolvents per a obtindre la major quantitat de compostos bioactius hidrosolubles (compostos fenòlics i vitamina C) i liposolubles (carotenoides) i s'ha avaluat l'activitat antioxidant pels mètodes DPPH, FRAP i ABTS. D'altra banda, s'han secat els diferents extractes obtinguts i s'ha avaluat l’influència del procés d'obtenció dels extractes sobre els mateixos components i propietats que les analitzades en els extractes en dissolució. Els resultats més destacats han sigut que la liofilització va permetre obtindre productes de kiwi en pols d'alta qualitat funcional. Aquest procés va repercutir positivament, afavorint l'extracció de fenols i carotenoides totals, però va disminuir el contingut en vitamina C, repercutint en l'activitat antioxidant. L'activitat antioxidant avaluada en els extractes hidrofílics va ser major que en els lipofílics. Concretament en les mostres de kiwi fresc va destacar l'activitat antioxidant de l'extracte de vitamina C, mentres que per a les mostres liofilitzades va ser l'extracte fenòlic. En general, l’ incorporació de goma aràbiga com aditiu tecnològic va afavorir l'estabilitat dels fitoquímics estudiats, demostrant la seua acció encapsulant i protectora dels mateixos, i va millorar l'activitat antioxidant de les mostres. L'obtenció dels extractes de kiwi secs va causar lleugeres pèrdues en els compostos bioactius i en activitat antioxidant, respecte als extractes en dissolució, al voltant del 10% en el kiwi sense goma aràbiga i entre 0-2% en els extractes amb aquest solut. PARAULES CLAU: Kiwi, liofilització, encapsulació, goma arábiga, extracció de bioactius, capacitat antioxidant. DEVELOPMENT OF NUTRACEUTICAL PRODUCTS BY FREEZE DRIED KIWIFRUIT Author: Andrea Rodríguez Company Tutor: Eva García Martínez Valencia, July 2016 ABSTRACT This study analyzes the influence of freeze-drying and gum arabic addition as an encapsulation agent in kiwi fruit, with the aim of knowing the viability of this technology for the elaboration of nutraceuticals with high antioxidant capacity. Extractions with different solvents have been performed in order to obtain extracts rich in water soluble compounds (phenols and vitamin C) and lipid soluble compounds (carotenoids). The antioxidant activity of the extracts has also been analyzed by DPPH,FRAP and ABTS. Furthermore, the extracts obtained were dried and the influence of the obtention process has been evaluated by analyzing the same components and properties than those analyzed in the extracts in dissolution. The most significant results showed that freeze-drying technology allowed obtaining kiwifruit products with high functional quality. This process also had a positive impact, because favored the extraction of phenols and total carotenoids, but diminish the content in vitamin C. This also had a direct negative impact in the antioxidant activity. The antioxidant activity assessed in the hydrophilic extracts was greater than in the lipophilic ones. Specifically in fresh kiwifruit standed out the antioxidant activity of the vitamin C extract, while in the freeze dried samples was the phenolic extract one. In general, the incorporation of gum arabic favored the stability of the phytochemicals studied. Gum arabic presented an encapsulant and protector effect on the samples, improving the antioxidant activity. The drying step realized to obtain the dehydrated extracts caused slight losses in the bioactive compounds and in the antioxidant activity. These losses were around 10%in the kiwifruit without gum arabic and 0-2% in the extracts with this solute. KEY WORDS: kiwifruit, freeze-drying, encapsulation, gum arabic, extraction of bioactive compounds, antioxidant capacity. AGRADECIMIENTOS La realización de un trabajo tan arduo y con bastantes dificultades es imposible sin la participación de personas que han facilitado las cosas para que este trabajo llegue a un feliz término. Por ello, es para mí un verdadero placer utilizar este espacio para ser justa y consecuente con ellas, expresándoles mis agradecimientos. Debo agradecer de manera especial y sincera a mi tutora Eva García Martínez, por aceptarme para realizar este trabajo bajo su dirección. Su apoyo y confianza en mi trabajo y su capacidad para guiar mis ideas ha sido un aporte invaluable, no solamente en el desarrollo de este trabajo, sino también en mi formación dentro del campo de la investigación. Le agradezco también el haberme facilitado siempre los medios suficientes para llevar a cabo todas las propuestas planteadas durante el desarrollo de este trabajo. Quiero expresar también mi más sincero agradecimiento a Alberto Yuste del Carmen, por su importante aporte y participación en el desarrollo de este trabajo. Debo destacar, por encima de todo, su disponibilidad y paciencia que hizo que mi aprendizaje en las habilidades y sobre todo en la parte experimental de este trabajo, redundaran benéficamente tanto a nivel científico como personal. No cabe duda que su colaboración ha enriquecido el trabajo realizado. Quiero extender un sincero agradecimiento a Margareth Da Silva Ribeiro y Javier Cervera March, por su paciencia, disponibilidad y generosidad para compartir su experiencia y amplio conocimiento. Su colaboración fue de gran ayuda durante mi estancia en el laboratorio. Me gustaría agradecer a mis padres, Mª José y Juan Pedro, todo el apoyo que he tenido por su parte, colaboración e inspiración. Han sido para mí todo un apoyo, lucha y honestidad diaria. Muchas gracias por permitirme vivir una experiencia tan importante para mi formación. Por último, tengo mucho que agradecerle a Andrea Tapia González. Por soportar y aguantar mis momentos de tensión y nervios, pero sobre todo por estar siempre a mi lado y ser mí gran apoyo. Este trabajo también es tuyo. - 1 - INDICE 1 INTRODUCCIÓN ........................................................................................................ - 1 - 2 OBJETIVOS ............................................................................................................... - 4 - 3 MATERIAL Y MÉTODOS ............................................................................................. - 5 - 3.1 Materia prima................................................................................................... - 5 - 3.2 Preparación de las muestras.............................................................................. - 5 - 3.3 Obtención de los extractos ................................................................................ - 5 - 3.3.1 Extracción de compuestos fenólicos ................................................................. - 6 - 3.3.2 Extracción de compuestos fitoquímicos liposolubles ....................................... - 6 - 3.3.3 Extracción de Vitamina C ................................................................................... - 6 - 3.4 Análisis realizados ............................................................................................. - 7 - 3.4.1 Determinación de la Humedad ......................................................................... - 7 - 3.4.2 Determinación de compuestos bioactivos ........................................................ - 7 - 3.4.2.1 Fenoles totales ............................................................................................... - 8 - 3.4.2.2 Carotenoides totales ..................................................................................... - 8 - 3.4.2.3 Vitamina C ..................................................................................................... - 8 - 3.4.3 Determinación de la capacidad antioxidante .................................................... - 8 - 3.4.3.1 Método FRAP ................................................................................................. - 9 - 3.4.3.2 Método DPPH ................................................................................................ - 9 - 3.4.3.3 Método ABTS ................................................................................................. - 9 - 3.5 Eficacia encapsulante ........................................................................................ - 9 - 3.6 Análisis estadístico .......................................................................................... - 10 - 4 RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................................... - 11 - 4.1 Efecto del tratamiento de liofilización y de la adición de goma arábiga en el contenido en humedad de los productos en polvo. ............................................. - 11 - 4.2 Caracterización funcional de la muestra fresca, de los productos en polvo y de los extractos secos. Efecto del tratamiento de liofilización y de la adición de goma arábiga en el contenido de compuestos bioactivos. ............................................ - 12 - 4.3 Caracterización de la actividad antioxidante de la muestra fresca, de los productos en polvo y de sus extractos secos. Efecto del tratamiento de liofilización y de la adición de goma arábiga. ............................................................................................... - 16 - 4.3.1 Extracto Fenólico. ............................................................................................ - 16 - 4.3.2 Extracto Lipofílico ............................................................................................ - 19 - 4.3.3 Extracto Vitamina C ......................................................................................... - 22 - 4.4 Estimación de la actividad antioxidante total ................................................... - 24 - 4.5 Análisis de correlación entre los compuestos fitoquímicos y la actividad antioxidante del kiwi.............................................................................................................. - 25 - 4.6 Eficacia encapsulante ...................................................................................... - 26 - 5 CONCLUSIONES ...................................................................................................... - 28 - 6 BIBLIOGRAFIA ........................................................................................................ - 29 - - 2 - INDICE DE FIGURAS Figura 1. Valores medios y desviación estándar del contenido fenoles totales (mg ácido gálico/100 g sólidos de kiwi) de las muestras y de los extractos secos. . ...................... - 13 - Figura 2. Valores medios y desviación estándar del contenido carotenoides totales (mg βcaroteno/100 g sólidos de kiwi) de las muestras y de los extractos secos. .................... - 14 - Figura 3. Valores medios y desviación estándar del contenido de vitamina C (mg ácido ascórbico/100 g sólidos de kiwi) de las muestras y de los extractos secos. ................... - 15 - Figura 4. Actividad antioxidante medida por el método DPPH (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto fenólico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. ........................................................................................... - 17 - Figura 5. Actividad antioxidante medida por el método FRAP (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto fenólico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. ........................................................................................... - 18 - Figura 6. Actividad antioxidante medida por el método ABTS (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto fenólico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. ........................................................................................... - 19 - Figura 7. Actividad antioxidante medida por el método DPPH (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto lipofílico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi.. .......................................................................................... - 20 - Figura 8. Actividad antioxidante medida por el método FRAP (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto lipofílico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. ........................................................................................... - 21 - Figura 9. Actividad antioxidante medida por el método ABTS (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto lipofílico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. ........................................................................................... - 21 - Figura 10. Actividad antioxidante medida por el método DPPH (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto de vitamina C para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi.. ................................................................................ - 23 - Figura 11. Actividad antioxidante medida por el método FRAP (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto de vitamina C para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. ................................................................................. - 23 - Figura 12. Actividad antioxidante medida por el método ABTS (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto de vitamina C para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. ................................................................................. - 24 - - 3 - INDICE DE TABLAS Tabla 1. Denominación de las muestras empleadas en este estudio. ...................................... - 7 - Tabla 2. Valores medios y desviación estándar de la humedad (xw) de las diferentes muestras expresados en (g agua/100g muestra) ............................................................................ - 11 - Tabla 3. Actividad antioxidante total, en mmoles Trolox Equivalente/100 g de sk, y desviación estándar de los extractos en disolución y secos de kiwi. ............................................... - 25 - Tabla 4. Coeficientes de correlación de Pearson entre la actividad antioxidante por el método FRAP, ABTS y DPPH, y los fenoles, carotenoides y vitamina C del kiwi. .......................... - 26 - ABREVIATURAS AAO  actividad antioxidante sk  sólidos de kiwi GA  goma arábiga AG  ácido gálico KF  kiwi fresco. KL kiwi liofilizado sin goma arábiga KL+GA kiwi liofilizado con goma arábiga. MATERIAL Y MÉTODOS MATERIAL Y MÉTODOS - 5 - 3 MATERIAL Y MÉTODOS 3.1 Materia prima La fruta utilizada en este estudio fue kiwi (Actinidia deliciosa) de la variedad Hayward, procedentes de la Comunidad Valenciana, adquiridos en un supermercado de Valencia. Se escogieron kiwis sin daños físicos, con tamaño y firmeza muy semejantes, según su apreciación visual. 3.2 Preparación de las muestras Para la caracterización de las muestras de kiwi fresco, los kiwis se lavaron y se eliminaron las partes correspondientes al ombligo y al pedúnculo. A continuación se cortaron en rodajas y se trituraron mediante un robot de cocina (Thermomix TM 21, Vorwerk, Spain). Con el objetivo de evaluar si el procesado de la materia prima podía afectar a las propiedades funcionales de los extractos obtenidos, se dividió en 3 lotes diferentes destinándose a la elaboración de un tipo de muestra cada lote. Un lote destinado a la muestra control que fue el kiwi fresco (KF), muestras de kiwi liofilizado (KL) y kiwi liofilizado con goma arábiga (KL+GA) (Alfa Aesar GmbH & Co KG, Alemania).La proporción de goma arábiga fue de 6 g GA/100g de kiwi (Agudelo, et al., 2016) utilizada para estudiar su posible efecto protector y encapsulante de los compuestos bioactivos del kiwi. Para la obtención de los productos liofilizados, el kiwi triturado sin y con GA se dispuso en bandejas de aluminio con 0,5 cm de espesor y se congelaron a ‐45°C (Liebherr Mediline 7083 207‐00) durante 48 horas. Posteriormente se liofilizaron (liofilizador Telstar Lioalfa‐6) a 0,021 mPa y a una temperatura de ‐45 °C en el condensador, durante 48 horas. Una vez obtenidas las muestras liofilizadas, se trituraron hasta conseguir un polvo homogéneo. Las muestras se analizaron en las 24 h de su obtención en los análisis y se almacenaron. 3.3 Obtención de los extractos A partir de las muestras de kiwi fresco y de los productos liofilizados sin y con GA, se realizaron como mínimo 3 extracciones de compuestos fenólicos, lipofílicos y vitamina C, tal y como se describe a continuación. En el extracto fenólico se cuantificaron fenoles totales, en el extracto lipofílico los carotenoides totales y en el extracto de vitamina C, la cantidad de vitamina C, expresada como ácido ascórbico. Además en los tres extractos se determinó la actividad antioxidante. MATERIAL Y MÉTODOS - 6 - 3.3.1 Extracción de compuestos fenólicos Para la obtención del extracto fenólico, se utilizó una mezcla de metanol/agua en proporción de 70:30 (v/v). Este disolvente mostró los mejores resultados en estudios previos para esta extracción (Farinha, 2014; Spaggiari, 2014). En el caso de la muestra fresca se siguió la proporción 1 g muestra: 9 mL de disolvente y para las muestras liofilizadas 1 g muestra: 19 mL de disolvente. La mezcla se homogeneizó durante 30 minutos en agitación magnética y después se centrifugó a 20ºC y 8000 rpm durante 10 minutos (centrifuga Selecta MedifrigerBL, España) y se recogió el sobrenadante.. Con la finalidad de obtener el extracto seco rico en compuestos fenólicos, evaluar el efecto del proceso de obtención del mismo en su contenido en fenoles y sobre su poder antioxidante, y comprobar su estabilidad para su aplicación en la elaboración de un nutracéutico, se eliminó el disolvente orgánico del extracto en disolución metanol/agua mediante evaporación con rotavapor (20 minutos, 50ºC), después se congeló durante 48h a -45ºC y posteriormente se liofilizó (liofilizador Telstar Lioalfa‐6) a 0,021 mPa y a una temperatura de ‐45 °C en el condensador durante 48 horas. 3.3.2 Extracción de compuestos fitoquímicos liposolubles El disolvente comúnmente más utilizado en la obtención de extractos lipofílicos es el hexano o mezclas de este con otros disolventes orgánicos. En este estudio se ha utilizado la mezcla de hexano, acetona y etanol en una proporción 50:25:25 (Olives et al., 2006). Para llevar a cabo esta extracción se partió de la muestra fresca o liofilizada sin y con solutos, se pesó y se mezcló con una disolución de hexano:acetona:etanol (50:25:25) en la misma proporción y condiciones descritas para la extracción de compuestos fenólicos. El sobrenadante obtenido para cada muestra KF, KL y KL+GA constituyó el extracto lipofílico. Con el mismo objetivo que en el caso del extracto fenólico, para la obtención del extracto lipofílico seco, se eliminó el disolvente orgánico mediante evaporación con rotavapor (20 minutos, 50ºC). 3.3.3 Extracción de Vitamina C Para la obtención del extracto de vitamina C, se utilizó como disolvente el ácido oxálico 0,1% en agua. Para llevar a cabo esta extracción se partió de la muestra fresca o liofilizada sin y con solutos, se pesó y se mezcló con una disolución de ácido oxálico en la misma proporción disolvente:muestra y condiciones descritas para la extracción de compuestos fenólicos. La mezcla se homogeneizó durante 30 minutos en agitación magnética y después se centrifugó a 20ºC y 8000 rpm durante 10 minutos (centrifuga Selecta Medifriger-BL, España) y se recogió el sobrenadante. MATERIAL Y MÉTODOS - 7 - Posteriormente para la obtención del extracto seco, el extracto se congeló durante 48h a -45ºC y posteriormente se liofilizó (liofilizador Telstar Lioalfa‐6) a 0,021 mPa y a una temperatura de ‐45 °C en el condensador durante 48 horas. En la tabla 1 se describen los códigos empleados en este trabajo para definir las muestras estudiadas. Tabla 1. Denominación de las muestras empleadas en este estudio. Muestra Kiwi Fresco KF Kiwi Liofilizado KL Kiwi Liofilizado con goma arábiga KL+GA 3.4 Análisis realizados 3.4.1 Determinación de la Humedad La humedad (xw) de la fruta fresca y los productos liofilizados se determinó por el método oficial para alimentos ricos en azúcares (AOAC 934.06, 2000). Dicho método consiste en la determinación de la pérdida de peso de la muestra mediante desecación de la misma en una estufa de vacío (Vacioterm, J.P. Selecta) a una temperatura de 60ºC y P<100mm Hg, dejando secar hasta alcanzar un peso constante. La variación de peso se midió en una balanza (Mettler AE 100 de precisión 0,1 mg). Los análisis se realizaron por triplicado y los resultados se expresaron como g de agua/ g de muestra. 3.4.2 Determinación de compuestos bioactivos A los extractos en disolución y los extractos secos obtenidos a partir de las muestras KF, KL, KL+GA se les analizó, el contenido en fenoles totales, carotenoides totales y la Vitamina C. En el caso de los extractos secos, se reconstituyeron en cada caso con el respectivo disolvente de extracción previo a los análisis. Los análisis se realizaron por triplicado y se calculó la media y la desviación estándar. Con fines comparativos, todos los resultados se expresaron referidos a 100 g de sólidos de kiwi (sk), aplicando la siguiente ecuación: 𝑚𝑖=𝑚·(𝑚𝑚+𝑣·𝑝 𝑚𝑚) 𝑚𝑚·(1−𝑥𝑤)·𝑋𝑠𝑘/𝑠𝑡 ·100 (1) Siendo: mi: cantidad de compuesto analizado (mg/100 g sk) m: cantidad de compuesto analizado en el extracto (mg/g disolución) mm: masa de muestra analizada (g) v: volumen de disolvente de extracción (mL) ρ: densidad del disolvente de extracción (g/mL) xW: humedad de la muestra analizada (g agua/g muestra) Xsk/st (g sólidos de kiwi / g sólidos totales) en la muestra analizada MATERIAL Y MÉTODOS - 8 - 3.4.2.1 Fenoles totales La determinación de los fenoles totales presentes en las muestras se llevó a cabo mediante el método de Folin-Ciocalteu, según (Benzie y Strain, 1999). Para llevar a cabo el ensayo, se utilizaron 250 μL del extracto fenólico, se le añadieron 15 mL de agua bidestilada y 1,25 mL del reactivo Folin-Ciocalteu (Sigma-Aldrich, Alemania) y se dejó reaccionar la mezcla en oscuridad durante 8 minutos. Seguidamente, se añadieron 3,75 mL de carbonato sódico al 7,5% (p/v) y agua bidestilada hasta completar 25 mL. Tras 120 minutos en oscuridad se midió la absorbancia a 765 nm en un espectofotómetro UV/Visible (Thermo Electron Corporation, USA). Los resultados se expresaron como mg de ácido gálico (AG)/ 100 g sólidos de kiwi (sk) 3.4.2.2 Carotenoides totales La determinación de los carotenoides totales se llevó a cabo por espectrofotometría según AOAC (1996). Para ello el extracto lipofílico obtenido, se mezcló con agua en una proporción de 10 mL de extracto con 1,5 mL de agua. A continuación se agitó con el vortex durante 2 minutos y se separaron dos fases. Se extrajeron 600 μL de la parte liposoluble. Posteriormente se llevó a sequedad con nitrógeno y al producto seco se le añadió 1 mL del disolvente THF:ACN:MeOH (15:30:55 v/v/v). Se midió la absorbancia a 446 nm en un espectrofotómetro UV‐visible (Thermo Electron Corporation, USA). Los resultados se expresaron como mg de β‐caroteno / 100 g sólidos de kiwi (sk.) 3.4.2.3 Vitamina C La determinación del ácido ascórbico o vitamina C se realizó siguiendo la metodología descrita por AOAC (1980) para frutas y vegetales, Pearson (1998) y Mattissek et al., (1998). Se trata de un análisis volumétrico empleando ácido metafosfórico para inactivar la enzima ascorbato oxidasa. El ácido ascórbico se determina por su acción reductora sobre el colorante azul 2,6 diclorofenol-indofenol. El método básicamente consiste en pesar 0,5 mL de extracto, adicionar 5 mL de disolución acuosa de ácido metafosfórico al 25% y enrasar a 25 mL con agua destilada y hervida. Tras agitar y filtrar, se valoran 10 mL del filtrado con el indicador hasta alcanzar rosa persistente durante 30 segundos. El resultado se expresó en mg ácido ascórbico/100 g sólidos de kiwi (sk.). 3.4.3 Determinación de la capacidad antioxidante Se determinó la actividad antioxidante de cada uno de los extractos obtenidos por los métodos DPPH, FRAP y ABTS. Todas las medidas se realizaron por triplicado y en todos los casos se utilizó un espectrofotómetro UV‐visible Thermo Electron Corporation, USA. MATERIAL Y MÉTODOS - 9 - 3.4.3.1 Método FRAP Se siguió la metodología descrita según (Benzie y Strain 1996; Pulido et al., 2000; Thaipong et al., 2006). Este método consiste en reducir el ion Fe3+ presente en el compuesto férrico TPTZ (2,4,6‐tripiridil‐s‐triazina) a ion Fe2+. El complejo reducido posee una coloración azul intensa que presenta su máxima absorción a 593 nm. Para la medida se introdujeron en una cubeta espectrofotométrica 900 μL de reactivo FRAP, 30 μL de agua bidestilada y 30 μL de extracto o de disolvente de extracción en el caso del blanco. Se midió la absorbancia a 593 nm tras mantener la mezcla 30 minutos incubada a 37ºC. Los resultados se expresaron como mmoles equivalentes de Trolox equivalente (TE)/ 100 g sólidos de kiwi (sk). 3.4.3.2 Método DPPH Este método (Puupponen‐Pimiä et al., 2003) consiste en la reducción del radical DPPH a DPPH‐. Se midió la absorbancia a 515 nm inicialmente (A0), añadieron 30 μL del extracto y se midió la absorbancia de nuevo cuando la reacción se había estabilizado a los 2,5 minutos (absorbancia a A2,5 ). Se calculó el porcentaje de DPPH en función de la ecuación siguiente: %𝐷𝑃𝑃𝐻 = 𝐴0−𝐴2,5 𝐴0·100 (2) Los resultados se expresaron como mmoles de Trolox equivalente (TE)/ 100 g sólidos de kiwi (sk). 3.4.3.3 Método ABTS Este método se llevó a cabo según metodología descrita por (Re et al., 1999; Arnao et al., 2001; Thaipong et al., 2006). El análisis consiste en formar el radical ABTS∙+ el cual va a ser reducido por las sustancias antioxidantes presentes en la muestra. Para dicho método se preparó una disolución de ABTS 7mM y persulfato de potasio 2,45 mM (1:0,5) y se mantuvo en refrigeración y en oscuridad 12 horas para que se formase el radical ABTS∙+. Una vez transcurrido el tiempo se diluyó en etanol hasta obtener un valor de absorbancia a 734 nm de 0,7 nm. Para llevar a cabo las medidas en una cubeta espectrofotométrica se añadió 1 mL del reactivo ABTS y 10 μL del extracto y se midió la absorbancia a 734 nm inicialmente y pasado un minuto, cuando la reacción ya se había estabilizad se volvió a medir. Los resultados se expresaron como mmoles equivalentes de trolox equivalente (TE)/ 100 g sólidos de kiwi (sk). 3.5 Eficacia encapsulante La Eficacia encapsulante indica la capacidad que tiene el agente encapsulante, en este caso la goma arábiga, para encapsular las moléculas de compuestos bioactivos. Según distintos autores que emplean la técnica de liofilización junto la adición de un soluto encapsulante para encapsular los compuestos bioactivos sensibles y los aromas, y mejorar la estabilidad de los productos en polvo obtenidos (Dib Taxi et al.,2003; Righetto y Netto, 2005, Murali et al., 2014), MATERIAL Y MÉTODOS - 10 - la Eficacia encapsulante puede calcularse basándose en la cantidad de bioactivo inicial en la fruta antes y después de la encapsulación, según método sugerido por Risch y Reineccius (1988) (ecuación 3): 𝐶𝑜𝑚𝑝𝑢𝑒𝑠𝑡𝑜 𝑏𝑖𝑜𝑎𝑐𝑡𝑖𝑣𝑜 𝑒𝑛 𝑒𝑙 𝑘𝑖𝑤𝑖 𝑓𝑟𝑒𝑠𝑐𝑜 (𝑚𝑔/100𝑔 𝑠𝑘) 𝐶𝑜𝑚𝑝𝑢𝑒𝑠𝑡𝑜 𝑏𝑖𝑜𝑎𝑐𝑡𝑖𝑣𝑜 𝑒𝑛 𝑒𝑙 𝑒𝑥𝑡𝑟𝑎𝑐𝑡𝑜 𝑒𝑛𝑐𝑎𝑝𝑠𝑢𝑙𝑎𝑑𝑜 (𝑚𝑔/100𝑔 𝑠𝑘) (3) 3.6 Análisis estadístico Para estudiar las posibles diferencias significativas entre las muestras se realizaron análisis de la varianza unifactoriales (ANOVA), con un nivel de confianza del 95% (p<0,05). También se realizaron correlaciones de Pearson entre la actividad antioxidante y los compuestos bioactivos en cada extracto. Para llevar a cabo dichos análisis se utilizó el programa Statgraphics Centurion XV. Para hacer las representaciones gráficas de los resultados empleamos el programa GraphPadPrism 5 (GraphPad Software, Inc, California). RESULTADOS Y DISCUSIÓN RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 11 - 4 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1 Efecto del tratamiento de liofilización y de la adición de goma arábiga en el contenido en humedad de los productos en polvo. En la siguiente tabla 2, se muestran los valores de humedad obtenidos para la fruta fresca y para la fruta tras ser liofilizada, sin y con adición de goma arábiga. Tabla 2. Valores medios y desviación estándar de la humedad (xw) de las diferentes muestras expresados en (g agua/100g muestra). a-c Letras diferentes indican diferencias significativas entre las muestras liofilizadas (p<0,05). Se partió de kiwi con un alto contenido en agua (85,5 g agua/100g de muestra), una característica común de las frutas frescas. Este valor fue similar a los obtenidos en otros estudios con esta fruta (Ruiz, 2012; Monteagudo et al., 2013; D’Evoli et al., 2015). Al aplicar el tratamiento de liofilización se alcanzó una humedad de 2,671 g agua/100g de muestra y en la muestra a la que se le añadió goma arábiga se consiguió una humedad ligeramente inferior (p>0,05) de 2,37 g de agua/100g de muestra. En ambos casos se consiguió un producto liofilizado en polvo con unos valores de humedad del orden de los sugeridos por otros autores para alimentos liofilizados (Fellows, 2000). Parece que la adición de goma arábiga favorece la eliminación del agua congelable de la matriz del alimento durante la liofilización (Mosquera, 2010). Diversos estudios de otros autores también han evidenciado una disminución de la humedad en productos liofilizados de frutas al añadir solutos a la muestras, tales como goma arábiga, proporcionando una menor higroscopicidad y mayor estabilidad fisicoquímica a los productos en polvo obtenidos (Jaya et al., 2006; Telis y Martínez-Navarrete, 2010; Mosquera, 2010). Muestra xw (g agua/100g muestra) KF 85,5(0,3) KL 2,671(0,017)a KL+GA 2,37( 0,12)a RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 12 - 4.2 Caracterización funcional de la muestra fresca, de los productos en polvo y de los extractos secos. Efecto del tratamiento de liofilización y de la adición de goma arábiga en el contenido de compuestos bioactivos. Existen un gran número de frutas con elevado contenido en compuestos fenólicos, entre ellas el kiwi (Cassano et al., 2006; Kaya et al., 2008). Además, por este motivo, el kiwi destaca por su poder antioxidante (Park et al., 2011). En la figura 1, se muestran los valores obtenidos en fenoles totales del kiwi fresco y de las muestras liofilizadas, sin y con goma arábiga. Además en esta figura se muestran también los valores de fenoles de los extractos secos obtenidos a partir de dichas muestras. No se observaron diferencias significativas (p>0,05) entre el contenido en compuestos fenólicos de las muestras KF y KL. El kiwi fresco presentó 349,14 mg ácido gálico/100g sk, resultados similares a los reportados por Du et al., (2009) e inferiores a los encontrados por D’Evoli et al., (2015) en otros cultivares de kiwi de origen italiano. Las variabilidad encontrada en el contenido en compuestos fenólicos en frutas en distintos estudios de investigación, puede ser atribuida, no solo a la diferente variedad de fruta, a su estado de madurez o al origen de la misma, sino también a los distintos disolventes empleados en el proceso de extracción (Garau et al., 2007). Se observó un ligero aumento (p>0,05) del contenido en estos compuestos debido al proceso de liofilización, mayor y significativo (p<0,05) en la muestra con GA. Las ganancias fueron concretamente de 6,4% y 12% en las muestras KL y KL+GA, respectivamente. Este aumento podría explicarse debido a que durante la congelación previa a la liofilización, se forman cristales de hielo capaces de romper la estructura celular de la fruta. De esta forma se facilita la posterior entrada del disolvente y consecuentemente se mejora la extracción de los compuestos fenólicos. Pinela et al., (2012) en sus estudios con Tuberaria lignosa explica que el aumento de los fenoles producido debido a la liofilización puede deberse a los efectos que provoca la congelación previa al secado por liofilización sobre la matriz vegetal. Por otra parte, el efecto protector que produce la goma arábiga sobre estos compuestos también ha sido descrita por otros autores (Krishnan et al., 2005). Spigno et al., (2007) observaron un aumento en el contenido en fenoles de extractos de uva liofilizada respecto al extracto de la muestra fresca. Estos autores argumentan que la liofilización ocasiona un aumento del tamaño de partícula de la muestra, lo cual favorece la superficie de contacto con el disolvente y provoca un aumento del rendimiento de extracción. Estos mismos autores realizaron una extensa recopilación de literatura apoyando este hecho. En el caso de los extractos fenólicos secos sí que se encontraron diferencias significativas (p<0,05) en el contenido de fenoles entre los tres extractos de KF, KL Y KL+GA. Comparando los extractos en disolución y los extractos secos, el proceso de obtención de los mismos ocasionó ligeras pérdidas de compuestos fenólicos, concretamente de 4,65% en KF, 4,9% en KL y 1,9% en KL+GA. En ningún caso las pérdidas observadas fueron estadísticamente significativas (p>0,05). Algunos estudios muestran que los procesos de deshidratación, en particular a altas temperaturas y largos tiempos, pueden destruir algunos compuestos fenólicos (Li et al., 2006). RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 19 - Figura 6. Actividad antioxidante medida por el método ABTS (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto fenólico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. a-c Para cada extracto, en disolución o seco, letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre muestras. 1-2: Para cada muestra, números diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre extractos en disolución y secos En general, los resultados obtenidos de la AAO para los tres métodos de análisis utilizados, están en concordancia con la tendencia observada para los compuestos fenólicos (Figura 1). Además, en todos los casos se observó que la muestra que presentó mayor potencial antioxidante fue la muestra liofilizada con goma arábiga. En general los valores obtenidos de AAO son similares a los descritos en otros estudios realizados por Park et al. (2014), donde se estudia la capacidad antioxidante de diferentes extractos de kiwi liofilizado, empleando los mismos métodos de análisis que en este trabajo. Los estudios anteriormente citados de Ahmad-Qasem et al., (2015) explican que la deshidratación de extractos de hoja de olivo a 120ºC y a 55ºC con vacío, causó un efecto significativo (p<0,05) en su potencial antioxidante, reduciendo AAO alrededor de 10%, independientemente del método de secado empleado. Esta reducción también ha sido descrita por otros autores así, Fang y Bhandari (2011) observaron que el secado por aspersión de zumo de bayas redujo la AAO un 6% respecto del extracto inicial en disolución. 4.3.2 Extracto Lipofílico El extracto lipofílico se utilizó para la cuantificación de compuestos carotenoides, empleando hexano:acetona:etanol (50:25:25) como disolvente de extracción. De igual manera que para el extracto fenólico, en este extracto se analizó la capacidad antioxidante por los tres métodos diferentes. Los valores de la actividad antioxidante del extracto lipofílico resultaron menores que los obtenidos en el extracto fenólico. Esto puede ser debido a que la cantidad de fenoles totales sea mayoritaria que la cantidad de carotenoides totales en el kiwi (Leontowicz et al., 2016). En RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 20 - la figura 7 se muestran los valores medios de la AAO analizada por el método DPPH del extracto lipofílico en disolución y seco. En ambos casos se observaron diferencias significativas en la AAO (p<0,05) de la muestra fresca y las liofilizadas. La AAO del KF fue de 0,45 mmoles TroloxEquivalente/100g sk, se observaron pérdidas de 40% y 27% en la AAO de las muestras KL y KL+GA con respecto a la fruta fresca. Además se observaron diferencias significativas en la AAO (p<0,05) entre las muestras y los extractos con y sin goma arábiga, evidenciando de nuevo el efecto protector de este soluto. La AAO de los extractos en disolución no resultó ser significativamente diferente (p>0,05) a la AAO de los extractos secos. Figura 7. Actividad antioxidante medida por el método DPPH (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto lipofílico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. a-c Para cada extracto, en disolución o seco, letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre muestras. 1-2: Para cada muestra, números diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre extractos en disolución y secos. En la figura 8, se muestran los valores medios de la AAO analizada por el método FRAP del extracto lipofílico en disolución y seco. El valor de AAO de KF fue de 0,52 mmoles TroloxEquivalente/100g sk. Respecto a KL y KL+GA, tanto su extracto en disolución como seco, se observó la misma variación de AAO que la observada en DPPH, con pérdidas (p<0,05) de 42% y 23%, respectivamente. Tampoco se observaron diferencias significativas (p>0,05) entre la AAO de debidos a la obtención del extracto seco. RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 21 - Figura 8. Actividad antioxidante medida por el método FRAP (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto lipofílico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. a-c Para cada extracto, en disolución o seco, letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre muestras. 1-2: Para cada muestra, números diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre extractos en disolución y secos En la figura 9 se muestran los valores medios de la AAO analizada por el método ABTS del extracto lipofílico en disolución y seco. Tanto en los extractos lipofílicos en disolución como secos, se observaron diferencias significativas entre la AAO de las muestras. Se obtuvieron pérdidas ocasionada por el procesado por liofilización de 38% en KL y 24% en KL+GA. En cuanto a la AAO del extracto seco de KF, fue de 0,36 mmoles TroloxEquivalente/100g sk , se produjo una disminución en la AAO de los extractos de KL y KL+GA respecto de KF de 38% y 17%, respectivamente. Si observamos la comparación entre las muestras y los extractos secos obtenidos. No resultaron ser diferente significativamente (p>0,05). Figura 9. Actividad antioxidante medida por el método ABTS (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto lipofílico para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. a-c Para cada extracto, en disolución o seco, letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre muestras. 1-2: Para cada muestra, números diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre extractos en disolución y secos RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 22 - En general, la evolución de la AAO del extracto lipofílico con el tratamiento de liofilización no siguió la misma tendencia que la observada para los carotenoides, los cuales no se vieron afectado por el procesado (Figura 2). En todos los métodos de análisis de AAO utilizados, el proceso de liofilización disminuyó la AAO. Con la extracción realizada de compuestos lipofílicos con hexano:acetona:etanol, han podido extraerse otros fitonutrientes lipofílicos presentes en el kiwi como la vitamina E y los tocoferoles, no analizados en este estudio, sensibles al procesado y que pueden estar siendo contabilizadas al evaluar la capacidad antioxidante de este extracto (D´Evoli et al., 2015; Müller et al., 2011). Estudios de Fiorentino et al., (2009) mostraron que el kiwi en la variedad (Actinia chinensis) tenía un contenido en vitamina E de 1,02 mg - tocoferol/100 g peso fresco. Sí se observó un efecto protector de la goma arábiga en la AAO de las muestras liofilizadas (Kruck, et al 2016). 4.3.3 Extracto Vitamina C A los extractos de las muestras utilizados para cuantificar el contenido en vitamina C, empleando ácido oxálico como disolvente de extracción también se le midió la AAO por los tres métodos de análisis (DPPH,FRAP y ABTS). En la figura 10, se muestran los valores medios de la AAO analizada por el método DPPH del extracto de vitamina C en disolución y seco. En este método, la muestra de kiwi fresco mostró valores de AAO significativamente (p<0,05) mayores que las muestras liofilizadas KL y KL+GA. Concretamente la liofilización ocasionó pérdidas de AAO de 77% y 52%, en las muestras sin y con goma arábiga respectivamente. La muestra fresca mostró AAO de 1,41 mmoles TroloxEquivalente/100g sk. Como en los casos anteriores, se observó un efecto protector (p<0,05) de la goma arábiga sobre este bioactivo. La misma variación de AAO se observó en la caracterización de los extractos secos de las muestras, obteniéndose disminuciones de AAO de 77% y 50% en los extractos de KL y de KL+GA, con respecto al extracto seco de KF. El valor de AAO del extracto seco de KF fue de 1,26 mmoles TroloxEquivalente/100g sk. Estableciendo un analisis estadistico entre las muestras en disolución y los extractos secos, se observó que la obtención del mismo únicamente ocasionó pérdidas significativas (p>0,05) de AAO en KF. RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 23 - Figura 10. Actividad antioxidante medida por el método DPPH (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto de vitamina C para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. a-c Para cada extracto, en disolución o seco, letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre muestras. 1-2: Para cada muestra, números diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre extractos en disolución y secos. Se pueden observar (figura 11), los valores medios de la AAO analizada por el método FRAP del extracto de vitamina C en disolución y seco. La AAO de las muestras liofilizadas KL y KL+GA fue significativamente menor (p<0,05) que KF (4,16 mmoles TroloxEquivalente/100g sk), produciéndose una disminución de 42% y 30% respectivamente debido al secado por liofilización. Las muestras liofilizadas no mostraron diferencias significativas (p>0,05) entre sí. Para el mismo método, refiendonos a los extractos secos de vitamina C, todos los extractos mostraron diferencias significativas (p<0,05) en cuanto a su AAO. En este caso sí se reflejó el efecto encapsulante de la goma arábiga sobre la vitamina (Parra, 2010). En ningún caso, la obtención de estos extractos secos ocasionó cambios en la AAO. Figura 11. Actividad antioxidante medida por el método FRAP (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto de vitamina C para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. a-c Para cada extracto, en disolución o seco, letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre muestras. 1-2: Para cada muestra, números diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre extractos en disolución y secos RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 24 - En la figura 12, se muestran los valores medios de la AAO analizada por el método ABTS del extracto de vitamina C en disolución y seco. Se observó la misma evolución que la descrita para el método FRAP. En este caso la liofilización ocasionó pérdidas (p<0,05) de AAO de 55% y 49% en KL y KL+GA, respectivamente. Entre ambas muestras liofilizadas no se vieron diferencias significativa (p>0,05). Tampoco se observó efecto en la AAO medida por ABTS de la obtención del extracto seco y sí efecto protector de la goma arábiga sobre la vitamina (Valle-Guadarrama et al., 2008). Figura 12. Actividad antioxidante medida por el método ABTS (mmoles Trolox Equivalente / 100 g sk) del extracto de vitamina C para las muestras en disolución y los extractos secos de las diferentes muestras de kiwi. a-c Para cada extracto, en disolución o seco, letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre muestras. 1-2: Para cada muestra, números diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre extractos en disolución y secos El extracto de vitamina C, es el que mayor valor de AAO presenta de los tres extractos estudiados en cuanto a las muestras de fruta fresca. Las pérdidas ocasionadas en esta vitamina por el proceso de liofilización se han visto reflejadas en su AAO. La vitamina C es uno de los compuestos bioactivos mayoritarios del kiwi (Du et al., 2009; Nishiyama et al., 2004; Delva & Goodrich-Schneider, 2013). 4.4 Estimación de la actividad antioxidante total Bajo condiciones estandarizadas, la actividad antioxidante de una mezcla de compuestos hidro y liposolubles es aditiva. Así, con el objetivo de estimar la capacidad antioxidante total de los extractos, se sumaron las actividades antioxidantes de los tres extractos para cada muestra (Van der Berg et al., 1999; Pérez-Jiménez et al., 2008), obteniéndose los valores mostrados en la tabla 2. Puesto que la capacidad antioxidante total de una muestra viene dada por interacciones sinérgicas entre diferentes compuestos, en esta estimación se pueden cometer algunos errores subestimando la capacidad antioxidante total de las muestras. Además, a pesar de haber utilizado combinaciones de disolventes con distinta polaridad para facilitar la RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 25 - extracción de todos los compuestos antioxidantes, lipo y hidrofílicos, también habría que tener en cuenta que pueden haber ciertos compuestos con potencial antioxidante que no hayan sido extraídos con los disolventes utilizados en este estudio. Van der Berg et al., (1999) compararon la actividad antioxidante total teórica calculada como suma de las actividades antioxidantes de los distintos componentes (vitamina C, vitamina E, flavonoides) de muestras de zumo de naranja y uva, con la actividad antioxidante total medida, resultando ésta superior, lo cual indicó la presencia de sustancias antioxidantes “desconocidas” no contabilizadas. Como se puede observar en la tabla 3, se produjeron diferencias significativas (p<0,05) en la AAO total de los extractos, tanto en estado de disolución como secos, entre las muestras de kiwi fresca, liofilizada y liofilizada con goma arábiga para todos los métodos de análisis de la actividad antioxidante. Los extractos que mayor AAO mostraron fueron los de KF, seguidos de KL+GA. La liofilización ocasionó pérdidas del 30% de la AAO total, pérdidas similares las observadas por otros autores (Kuck et al., 2016), mientras que la adición de GA mejoró el potencial antioxidante de las muestras (Bertolini et al., 2001; Parra, 2010). Tabla 3. Actividad antioxidante total, en mmoles Trolox Equivalente/100 g de sk, y desviación estándar de los extractos en disolución y secos de kiwi. a-c: Para cada extracto (en disolución o seco) y para cada método, letras diferentes indican diferencias significativas entre las muestras (p<0,05) dentro de la misma columna. 1-2: Para cada muestra, números diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre extractos en disolución y secos 4.5 Análisis de correlación entre los compuestos fitoquímicos y la actividad antioxidante del kiwi Para identificar si existe alguna correlación entre los métodos de determinación de la actividad antioxidante utilizados y cada uno de los compuestos bioactivos extraídos, se realizaron análisis estadísticos de correlación de Pearson (Tabla 4). El coeficiente de correlación de Pearson es un índice que mide el grado de variación entre distintas variables relacionadas linealmente. El intervalo de variación de este coeficiente es de -1 a +1 y mide la fuerza de relación lineal entre las variables. MUESTRA DPPH FRAP ABTS Extracto en disolución Extracto seco Extracto en disolución Extracto seco Extracto en disolución Extracto seco KF 2,69c-2 2,49c-1 6,62c-2 5,95c-1 6,48c-2 5,84c-1 KL 1,58a-2 1,4a-1 5,44a-2 4,83a-1 3,97a-2 3,62a-1 KL+GA 2,02b-2 1,97b-1 6,24b-2 5,85b-1 4,9b-2 4,67b-1 RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 26 - Según lo descrito por Boeing et al. (2014), no existe un método de extracción de compuestos bioactivos única, ya que su eficacia depende de varios factores como el tamaño de partícula, el método de extracción que se utilice, la presencia de sustancias que puedan interferir, así como la naturaleza del compuesto bioactivo, etc. Tabla 4. Coeficientes de correlación de Pearson entre la actividad antioxidante por el método FRAP, ABTS y DPPH, y los fenoles, carotenoides y vitamina C del kiwi. DPPH ABTS FRAP Fenoles Totales 0,82* 0,72* 0,70* Carotenoides -0,11 -0,15 -0,02 Vitamina C 0,60* 0,64* 0,50* * Correlaciones estadísticamente significativas (nivel de confianza 95%). Se observó una correlación positiva entre la actividad antioxidante cuantificada por cualquiera de los tres métodos y el contenido en fenoles totales y en vitamina C de las diferentes muestras de kiwi. Esta correlación fue significativa (p<0,05) en todos los casos. Los extractos de fenoles totales fueron los que mejor se correlacionaron con cualquiera de los tres métodos de análisis de actividad antioxidante ensayados, tal y como han observado otros autores (Yuka et al., 2003; Thaipong et al., 2006; Xu et al., 2008; Gil y Rojano, 2009; Park et al., 2011). Por su parte, las correlaciones de Pearson de los carotenoides fueron negativas y no significativas con la actividad antioxidante por ninguno de los tres métodos. La correlación negativa entre carotenoides totales y la actividad antioxidante medida por el método DPPH, ha sido observada también por otros autores (Thaipong et al., 2006). Esto indica que los carotenoides no son los principales agentes antioxidantes de la fracción lipofílica del kiwi, pudiendo existir otras sustancias interferentes, como ya se ha comentado en apartados anteriores. Así, en la AAO del extracto lipofílico puede existir influencia de la acción de otros componentes no evaluados en este trabajo, como la vitamina E y otros tocoferoles (Fiorentino et al., 2009; D’Evoli et al., 2015). Pulido et al. (2000) tampoco observaron relación de los carotenoides con el método FRAP, concluyendo que estas sustancias no parecen contribuir a la reducción del hierro. Pérez Jiménez et al. (2008), sugieren la aplicabilidad de este método de determinación de la capacidad antioxidante para compuestos hidrofílicos, y el método DPPH para ambos extractos, lipofílico e hidrofílico. 4.6 Eficacia encapsulante Según distintos autores que emplean la técnica de liofilización junto la adición de un soluto encapsulante (goma arábiga, maltodextrina) para encapsular los compuestos bioactivos sensibles y los aromas, y mejorar la estabilidad de los productos en polvo obtenidos (Dib Taxi et al.,2003; Righetto y Netto, 2005, Murali et al., 2014) la Eficacia encapsulante puede calcularse basándose en la cantidad de bioactivo inicial en la fruta antes y después de la RESULTADOS Y DISCUSIÓN - 27 - encapsulación, según método sugerido por Risch y Reineccius (1988), tal y como se ha descrito en Material y Métodos. Siguiendo este procedimiento, comparando respecto al contenido en la fruta de partida, se obtuvo que la eficacia encapsulante de los compuestos fenólicos de 96,7%, de los carotenoides 99,4 % y de la vitamina C de 89%. En nuestro trabajo, para no tener en cuenta en el cálculo de este parámetro el efecto del aumento de bioactivos que en algunos casos se produce con el proceso de liofilización, y enmascarar así el efecto causado únicamente por la adición de goma arábiga, también se calculó la Eficacia encapsulante tomando como control el extracto seco de la fruta liofilizada sin goma arábiga. Es decir se compararon los valores de compuestos bioactivos en el extracto seco de KL, respecto al extracto seco de KL+GA. De esta manera, la eficacia encapsulante de los compuestos fenólicos fue de 91%, de los carotenoides 96% y de la vitamina C de 91%. Estos valores fueron del orden de los encontrados por Murali et al., 2014, que encapsuló antocianinas con goma arábiga empleando la técnica de liofilización (94% de eficacia encapsulante). CONCLUSIONES BIBLIOGRAFÍA - 33 - MURALI, S.; ABHIJIT KAR, A.; MOHAPATRA, D.; KALIA, P. 2014 Encapsulation of black carrot juice using spray and freeze drying. Food Science and Technology International 21(8) 604–612 NISHIYAMA, I., YAMASHITA, Y., YAMANAKA, M., SHIMOHASHI, A., FUKUDA, T., & OOTA, T. (2004). Varietal difference in vitamin C content in the fruit of kiwifruit and other Actinidia species. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 52(17), 5472-5475. NIWA, Y.; KANOH, T.; KASAMA, T.; NEGISHI, M., 1987. Activation of antioxidant activity in natural medicinal products by heating, brewing and lipophilization. A new drug delivery system. 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