Aproximación al diagnóstico y epidemiología de la anemia en los équidos de Gran Canaria
Abstract
Programa de Doctorado: Medicina Clínica y Sanidad Animal
Full text
UNIVERSIDAD DE LAS PALMAS DE GRAN CANARIA PROGRAMA DE DOCTORADO EN MEDICINA CLÍNICA Y SANIDAD ANIMAL DEPARTAMENTO DE PATOLOGÍA ANIMAL, PRODUCCIÓN ANIMAL, BROMATOLOGÍA Y TECNOLOGÍA DE LOS ALIMENTOS TESIS DOCTORAL “Aproximación al diagnóstico y epidemiología de la anemia en los équidos de Gran Canaria” Doctorando Francisco J. Doreste Caballero Directores Carlos J. Gutiérrez Cabrera Juan A. Corbera Sánchez Las Palmas de Gran Canaria, a 24 de junio de 2013
A mis padres Tomás y Sasita y a mis hijos Virginia y Paco, porque me han dado vida y felicidad.
AGRADECIMIENTOS Quiero manifestar mi más profundo agradecimiento A Carlos Gutiérrez y Juan Alberto Corbera por haber dirigido este trabajo, mostrándome una calidad humana y profesional excepcional. A los miembros del departamento por la inestimable colaboración, dedicación y apoyo que me han dado en todo momento, especialmente a Alberto y Cande, María del Carmen Muñoz, Elena Carretón, Manuel Morales, Enrique Ike, Irene cabello y Ricardo Martel. A todos mis compañeros de la Facultad de Veterinaria, por su interés y apoyo incondicional, tanto en la realización de este trabajo como en mi actividad profesional. A los compañeros del Hospital Clínico Veterinario de la Facultad de Veterinaria Carlos Melián, Juanmi, Oliver, Tere, Déborah, Antonio y Paco. Al personal de la Consejería de Agricultura, Ganadería y Pesca del Gobierno de Canarias Fico, Antonio, Lola, Jesús y un especial recuerdo para María del Carmen Pieltain. A Alexis y Elena por la valiosa ayuda que me han prestado. Por último, quiero pedir disculpas y dar las gracias a todos los que, habiendo contribuido de una u otra manera a la realización de este trabajo y de mi evolución personal y profesional, pueda no haber citado. Gracias a todos y salud.
Abreviaturas ADN Ácido desoxirribonucleico AHIM Anemia hemolítica inmunomediada AIE Anemia infecciosa equina CID Coagulación intravascular diseminada CMHC Concentración media de hemoglobina corpuscular EDTA Ácido etilendiaminotetraacético EGE Ehrlichiosis granulocítica equina ELISA Enzimainmunoensayo EME Ehrlichiosis mononuclear equina EPO Eritropoyetina recombinante humana HCM Hemoglobina corpuscular media Hcto Hematocrito IEN Isoeritrolisis neonatal IFI Inmunofluorescencia indirecta Ig Inmunoglobulinas IM Vía intramuscular IV Vía intravenosa MS Caballos de media sangre PCR Reacción en cadena de la polimerasa PO Vía oral (Per os) PPT Proteínas plasmáticas totales q(nº)h Cada (nº) horas RDW Ancho de distribución del histograma de los eritrocitos SC Caballos de sangre caliente SF Caballos de sangre fría SMF Sistema mononuclear fagocitario TIBC Capacidad total de fijación de hierro TP Tiempo protrombina TPIM Trombocitopenia inmunomediada TPNA Trombocitopenia neonatal aloinmune TPPA Tiempo parcial de protrombina activada VCM Volumen corpuscular medio
I Índice Página 1. Introducción 1 2. Revisión bibliográfica 5 2.1. Definición de anemia 7 2.2. Clasificación de la anemia 8 2.3. Principios de hematología equina 9 2.3.1. Rasgos diferenciales 9 2.3.2. Factores de variación 12 2.3.3. Cinética 14 2.4. Diagnóstico de la anemia en los équidos 15 2.4.1. Técnicas de evaluación 15 2.4.2. Signos clínicos 22 I) Anemia por pérdida de sangre 22 II) Anemia por hemólisis 25 III) Anemia por depresión de la producción de eritrocitos 27 2.4.3. Diagnóstico diferencial de la anemia 28 I) Anemia por pérdida de sangre 28 II) Anemia por hemólisis 40 III) Anemia por depresión de la producción de eritrocitos 63 3. Materiales y métodos 73 3.1. Generalidades 75 3.2. Animales 75 3.3. Toma de muestras y procedimientos laboratoriales 76 3.3.1. Análisis hematológicos 76 3.3.2. Análisis serológicos 80
Introducción 4 formaindirectaporelcondicionamientoqueestehechoproduceenlaexistencia de vectores o reservorios de las distintas enfermedades. Además, existen unas características intrínsecas al manejo de los caballos en Canarias, como es la alimentación, que pudieran estar influenciando la presencia de animales con anemiasennuestracomunidadautónoma. Portanto,iniciamoselpresenteestudioconlafinalidadderealizar una aproximaciónclínicaalasanemiasenloséquidosenCanarias,complementadocon elestudioepidemiológicocorrespondiente,enparticular,alasenfermedadesque laproducenconmásfrecuencia. Creemos, por tal, que el presente estudio parece pertinente en su planteamientoycuyafinalidadseríaconocerlasituaciónrealdelaanemiaequina en Gran Canaria y sus causas asociadas para, en una siguiente fase, proponer medidasquemejorenelstatussanitariodelapoblacióninsulardeequinos. Objetivos: 1ºConocer la situación epidemiológica real de la anemia, en términos de prevalencia,gravedadyposiblescausas. 2ºEstablecer bases para posibles medidas de mejora sanitaria y vías de aproximaciónaldiagnóstico.
2. Revisión bibliográfica
Revisión bibliográfica 7 2.1. Definición de anemia: La anemia se define como una disminución de la masa de eritrocitos circulantes y hematológicamente se caracteriza por una reducción del número de eritrocitos, del hematocrito (Hcto) y, con la excepción de los casos de hemólisis intravascular, de la concentración de hemoglobina por debajo de los intervalos de referencia aceptados (Sellon y Wise, 2010). El valor hematocrito, obtenido por centrifugación, es la medida más precisa, con un bajo error intrínseco (±1%), a diferencia del calculado por la mayoría de los contadores celulares automáticos, cuyo error potencial es mayor; seguida de la concentración de hemoglobina, con mayor coeficiente de variación (±5%) (Brockus y Andreasen, 2005). Los mecanismos fisiopatológicos básicos por los que se desarrolla la anemia son la pérdida de sangre, el aumento de la tasa de destrucción de los eritrocitos (hemólisis) y la disminución de la tasa de producción de eritrocitos, de forma independiente o combinada; causando un desequilibrio entre la tasa de pérdida o destrucción de eritrocitos y la tasa de producción en la médula ósea (Sellon y Wise, 2010); provocando, funcionalmente, una deficiente capacidad de la sangre para transportar oxígeno (Morris, 2002). La anemia no se considera un diagnóstico primario, sino una alteración hematológica que resulta de un proceso patológico subyacente, lo que dificulta su diagnóstico y tratamiento; por lo que, el primer paso en el procedimiento diagnóstico de un animal anémico es el examen completo del paciente. Un método sistemático para la caracterización de la anemia puede brindar una guía de valor en el diagnóstico de la enfermedad subyacente (Sellon y Wise, 2010).
Revisión bibliográfica 8 2.2. Clasificación de la anemia: Se utilizan diversos sistemas de clasificación, basados en diferentes pruebas y observaciones, que se solapan, pudiendo clasificar un mismo cambio o proceso con diferentes términos. Como el objetivo debe ser proporcionar un diagnóstico correcto y específico como para permitir un tratamiento o actuación apropiada, debe considerarse la clasificación por la etiología, o etiologías en caso de causas múltiples; y requiere realizar diferentes pruebas diagnósticas precisas mediante diversas vías de aproximación, dependiendo de las causas probables y en base a la anamnesis y el historial (Tvedten, 2010). La clasificación fisiopatológica se basa en el mecanismo fisiopatológico por el que se desarrolla la anemia, como la pérdida de sangre, la hemólisis o la eritropoyesis inadecuada; proporcionando una guía útil para determinar la secuencia de pruebas diagnósticas y será utilizada en ésta revisión para describir las diferentes causas de anemia (Sellon y Wise, 2010). La clasificación por la actividad eritropoyética, en función de la respuesta de la médula ósea ante una disminución de la masa eritrocitaria circulante, distingue la anemia regenerativa, si responde con efectividad aumentando la eritropoyesis (hemorragia o hemólisis) de la no regenerativa, si existe alteración sistémica o intrínseca de la médula ósea que le impide desarrollar una respuesta apropiada para reemplazar los eritrocitos perdidos normalmente por senilidad o por su destrucción acelerada (Sellon y Wise, 2010). En el caballo se requiere el examen de la médula ósea ya que no suele mostrar signos de regeneración en sangre periférica como en otras especies (Tvedten, 2010). La clasificación por el Volumen Corpuscular Medio (VCM) y la Concentración Media de Hemoglobina Corpuscular (CMHC) caracteriza la anemia en base al tamaño y al contenido de hemoglobina de los eritrocitos, aunque en el caballo ésta clasificación es poco sensible debido a que a menudo no se pueden distinguir correctamente los tres patrones principales (Tvedten, 2010). Por último, la clasificación por la morfología del frotis, evaluada mediante la observación de la extensión de sangre, es esencial, especialmente en las hemolíticas; y puede proporcionar información relevante para el diagnóstico de parásitos, cuerpos de Heinz, fragmentación del eritrocito, picnocitos, esferocitos, excentrocitos, hipocromasia, autoaglutinación, metahemoglobina, agregación de plaquetas o de leucocitos (Tvedten, 2010).
Revisión bibliográfica 9 2.3. Principios de hematología equina. 2.3.1. Rasgos diferenciales La descripción de las alteraciones hematológicas del caballo y la interpretación correcta de los datos hematológicos precisa considerar los rasgos únicos que los diferencia de otros animales domésticos, destacando la inestabilidad del hematocrito, las características eritrocíticas (tamaño, tendencia al apilamiento, alta velocidad de sedimentación y cuerpos de Howell-Jolly), el plasma amarillento y la escasa tendencia a mostrar signos periféricos de regeneración. El volumen normal de sangre en el caballo adulto es de 72 mL/kg de peso vivo y en los potros varía desde 151 mL al nacimiento a 82 mL/kg de peso vivo a las 12 semanas de vida, alcanzando el valor del adulto a los 4-6 meses de edad (Sellon y Wise, 2010); el 60-65% está constituido por el plasma y el resto lo ocupan los elementos formes (35-40%) (Jones, 1989). El plasma es una solución acuosa cuya función es mantener la presión coloidosmótica de la sangre, regular el intercambio con el líquido extracelular, transportar sustancias como hormonas, iones metálicos, lípidos, anticuerpos, factores de coagulación y elementos formes (Junqueira y Carneiro, 1996). El plasma equino es amarillento, a diferencia de otros animales, incluidos los asnos, debido al efecto combinado de los carotenoides en la sangre procedentes de los alimentos verdes y a la mayor concentración de bilirrubina (Morris, 1998). En los caballos también es característica la hiperbilirrubinemia de ayuno, debido a una reducción de la captación hepática, de la conjugación y de la secreción de bilirrubina, alcanzando en 2 ó 3 días un nivel de bilirrubinemia de 8 mg/dL o más, por aumento de la fracción no conjugada, igual que en la hemólisis por lo que no es patognomónica de ésta (Carlson et al., 2002). Los eritrocitos del caballo son pequeños, de 5,7 μm de diámetro medio y una vida media de 150 días; con tendencia a adherirse en formación de pila de monedas, que se correlaciona positivamente con una mayor tasa de sedimentación eritrocitaria, debido a una menor carga de membrana (potencial zeta) que en otras especies y aumenta con la hiperfibrinogenemia e hiperglobulinemia al enmascarar
Revisión bibliográfica 10 la carga superficial negativa (Brockus y Andreasen, 2005). Por ello, es necesario homogeneizar bien la sangre antes del análisis para evitar errores diagnósticos (Grondin y Dewitt, 2010). La aglutinación eritrocitaria se produce en caballos con anemia hemolítica inmunomediada (AHIM) o tratados con heparina (Moore et al., 1987; Monreal et al., 1995). Macroscópicamente la aglutinación tiene aspecto granular y al microscopio los eritrocitos aparecen como racimos de uva, pero pueden confundirse con apilamiento en una extensión de sangre, distinguiéndose por dilución en solución salina 0,9% al 1:2 ó rara vez hasta 1:10, en el que se dispersará el apilamiento pero no la aglutinación. Puede causar valores erróneos de VCM y recuento de eritrocitos determinados por impedancia en contador celular electrónico al interferir la evaluación electrónica u óptica de los eritrocitos (Grondin y Dewitt, 2010). En sangre periférica del caballo no suelen observarse indicadores útiles para caracterizar la anemia como regenerativa, al liberar muy pocos reticulocitos en la circulación, incluso cuando aumenta la eritropoyesis, ya que maduran en la médula ósea hasta que la síntesis de hemoglobina se completa (Grondin y Dewitt, 2010). Con analizadores hematológicos automáticos sofisticados se han detectado bajas concentraciones de reticulocitos en caballos anémicos (Cooper et al., 2005). También, es poco frecuente observar cambios del VCM y de la CMHC, que suelen mantenerse dentro de los intervalos de referencia y ser normocíticas y normocrómicas (Tvedten, 2010); sólo ocasionalmente muestran anisocitosis, con leve macrocitosis, en anemias fuertemente regenerativas, en especial las hemolíticas o hemorrágicas graves (Sellon y Wise, 2010). En caballos sanos también se encuentran cuerpos de Howell-Jolly en pequeño número y no indicarían anemia regenerativa, como en otras especies, aunque puede aumentar su número al aumentar la eritropoyesis con la función esplénica reducida o comprometida (Grondin y Dewitt, 2010). Además, la macrocitosis, la anisocitosis y los cuerpos de Howell-Jolly no son indicadores específicos de anemia regenerativa pues pueden estar causados por otros factores como corticoterapia, golpe de calor,
Revisión bibliográfica 11 alteraciones mieloproliferativas, almacenaje prolongado de la sangre en EDTA (ácido etilendiaminotetraacético) y otras (Tvedten, 2010). En ocasiones se observan cristales de hemoglobina en extensiones de sangre periférica sana, de significado desconocido así como artefactos refráctiles como resultado del proceso de secado y tinción (Grondin y Dewitt, 2010). Otra característica importante del caballo es la inestabilidad del hematocrito, debido a la especial inervación, musculatura y capacidad de almacenamiento del bazo el cual, ante estímulos adrenérgicos que acompañan normalmente al ejercicio, la excitación o la pérdida de sangre, contraen el órgano, que puede contener hasta un tercio de la masa eritrocitaria potencialmente circulante; en éste caso descarga sus “eritrocitos de depósito” en la circulación periférica y causa un aumento del hematocrito de hasta un 50%. A éste fenómeno se le puede sumar la deshidratación, la endotoxemia o la salida de fluidos fuera del compartimento vascular tras el ejercicio y alterar la valoración exacta del hematocrito, recuento de eritrocitos y de la hemoglobina. Este hecho hay que tenerlo presente pues puede enmascarar la presencia y severidad de la anemia, especialmente cuando el paciente presenta valores próximos al 30% para considerarlo como anémico (Morris, 2002). En los caballos los neutrófilos en banda se observan con poca frecuencia, incluso en estados inflamatorios no exhiben desplazamiento a la izquierda marcado como en otras especies, por lo que la hiperfibrinogenemia se utiliza con frecuencia como indicador adicional de la inflamación. Los neutrófilos hipersegmentados pueden observarse rara vez en caballos sanos o como artefacto por almacenamiento prolongado de la sangre, mientras que los hiposegmentados se han observado en caballos árabes aparentemente sanos y diagnosticados con la anomalía de Pelger-Huët. Los linfocitos reactivos (inmunocitos) rara vez se observan en caballos sanos (Grondin y Dewitt, 2010). Pueden aparecer aumentos artefactuales en la proporción de células mononucleares por almacenamiento prolongado de la sangre (Clark et al., 2002).
Revisión bibliográfica 12 El recuento plaquetario equino es algo menor que en otros mamíferos (Boudreaux y Ebbe, 1998). La activación y agregación plaquetaria durante la obtención de sangre puede dar concentraciones plaquetarias erróneamente bajas y pueden observarse seudópodos en las plaquetas activadas y plaquetas gigantes, con mayor diámetro que un eritrocito, asociada con el aumento de la trombopoyesis (Grondin y Dewitt, 2010). El almacenaje prolongado de la muestra puede dar lugar a pseudotrombocitosis debido a la clasificación errónea de eritrocitos fantasmas como plaquetas en contadores automáticos (Clark et al., 2002). Se ha descrito un caso en caballo de pseudotrombocitopenia EDTAdependiente (Hinchcliff et al., 1993). 2.3.2. Factores de variación En los équidos domésticos y sus híbridos se presentan diferencias hematológicas de interés con respecto a la raza, edad, género, estado reproductivo, estado emocional y actividad física de cada individuo (Grondin y Dewitt, 2010). Las razas de sangre caliente presentan hematocrito, hemoglobina, recuento eritrocitarios y volemia más altos, mientras que los valores de VCM, Hemoglobina Corpuscular Media (HCM) y CMHC son menores que las de sangre fría, los ponis y los asnos. Las diferencias entre estos grupos son insignificantes, aunque los asnos tienen un VCM más alto. Se han encontrado diferencias de menor importancia en el recuento de leucocitos, que son ligeramente más altos en los de sangre caliente que en los de sangre fría, así como un cociente neutrófilos / linfocitos de 1.0 en los de sangre caliente, 1.7 en los de sangre fría y 0.67 en los caballos miniatura (Grondin y Dewitt, 2010). Al nacimiento, el hematocrito, la hemoglobina y el recuento de eritrocitos son altos, disminuyen ostensiblemente en las 12-24 horas de vida y luego se reducen gradualmente en las 2 semanas siguientes, manteniéndose en niveles mínimos hasta alcanzar los valores del adulto normal con 1-2 años de edad; similar tendencia se ha observado en asnos. En potros jóvenes el VCM disminuye a su valor mínimo a los 3-5 meses de edad y alcanza el nivel de adulto
Revisión bibliográfica 13 aproximadamente al año de edad y es típica una leve anisocitosis; pero los asnos de 6 a 12 meses tienen mayores valores. El CMHC no varía significativamente con la edad (Grondin y Dewitt, 2010). Con respecto a los leucocitos, en potros destaca una importante elevación del número de neutrófilos tras el nacimiento y disminuye a valores medios del adulto a los 4-6 meses de edad; en asnos disminuyen desde el nacimiento a los 10 meses de edad y luego aumenta hasta el intervalo de referencia del adulto a los 18 meses de edad. Por otro lado, los linfocitos aumentan desde el nacimiento (1.400/µL) hasta los 3 meses (5.000/µL), alcanzando los valores del adulto al año y decrece a medida que avanza la edad; los neutrófilos son más estables, con un cociente neutrófilos / linfocitos que disminuye desde 2.8 al nacimiento a 1.0 al año de edad, 1.5 en mayores de 5 años y puede alcanzar 2.0 en caballos de edad avanzada, con similar tendencia en asnos (Grondin y Dewitt, 2010). En potros, el número de plaquetas no parece estar influenciado por la edad, mientras que en asnos aumenta el primer mes de vida hasta alcanzar el intervalo de referencia del adulto (Grondin y Dewitt, 2010). Las Proteínas Plasmáticas Totales (PPT) aumentan de 5 a 6 g/dL después del nacimiento debido a las inmunoglobulinas (Ig) calostrales. El fibrinógeno aumenta de 200 mg/dL al nacimiento a 500 mg/dL a los 3 meses de edad. Se ha observado que caballos mayores de 20 años presentan recuentos de eritrocitos más altos que los jóvenes, mientras que el VCM, hematocrito y hemoglobina permanecen estables. En asnos mayores de 6 años el recuento eritrocitario, de linfocitos, plaquetas y fibrinógeno son más bajos y los eosinófilos, VCM, HCM y PPT son más altos que los jóvenes (Grondin y Dewitt, 2010). Entre géneros, las diferencias son de menor importancia mientras que en asnos los resultados de los estudios son contradictorios. Las variaciones debidas al entrenamiento están influenciadas por varias condiciones, pero en general se observa un aumento del recuento eritrocitario, hemoglobina y hematocrito a un nivel y duración del cambio dependiente del grado de entrenamiento y la intensidad del esfuerzo (epinefrina y cortisol) (Grondin y Dewitt, 2010).
Revisión bibliográfica 20 Determinación de niveles de hierro séricos: Indicada cuando caracterizamos una anemia microcítica e hipocrómica. Se valora la concentración del hierro sérico (Fe3+) (transferrina) (120 ± 5.0 μg /dL -Smith et al., 1984-), la capacidad total de fijación de hierro (TIBC por sus siglas en inglés Total ironbinding capacity) (388 ±8.1 μg/dL -Smith et al., 1984-); el porcentaje de saturación de la transferrina (% = 100 X (Fe3+)/TIBC) (30%) y la concentración de ferritina (hierro de almacenamiento) (Andrews, 2010). La concentración de hierro en el suero es un indicador de la inflamación más sensible que el fibrinógeno; considerando que la anemia ferropénica es muy rara en caballos (Brommer y Sloet van Oldruitenborgh-Oosterbaan, 2001; Borges et al., 2007) y normalmente disminuye con la deficiencia de hierro o enfermedad inflamatoria, aumentando con la administración de glucocorticoides. La ferritina aumenta en anemia hemolítica, transfusiones de sangre repetidas y transitoriamente en caballos en ejercicio intenso, disminuye con deficiencia de hierro. TIBC aumenta con deficiencia férrica y disminuye en enfermedad inflamatoria (Weiss, 2010a). Parámetros bioquímicos: Se han investigado algunos indicadores bioquímicos, como glucosa-6 fosfato deshidrogenasa, adenosín trifosfato y creatina, que aumentan durante una respuesta regenerativa; pero las pruebas son técnicamente complicadas, poco asequibles y de limitada utilidad clínica rutinaria. Para demostrar inflamación puede ayudar la determinación de niveles de proteínas de fase aguda (haptoglobina, proteína C reactiva, amiloide A sérico, transferrina, fibrinógeno, etc.) (Welles, 2010). A continuación se muestra la tabla donde se clasifica la gravedad de la anemia en función del nivel de hematocrito: Tabla 2. Clasificación de la gravedad de la anemia del caballo. Gravedad de la anemia Hematocrito Leve 30 – 33 Moderada 20 – 29 Grave 13 – 19 Muy grave < 13 (Tvedten, 2010)
Revisión bibliográfica 21 En la siguiente tabla se clasifican las causas de anemia según su frecuencia de presentación: Tabla 3. Clasificación de las causas de anemia en équidos según su frecuencia. Causas frecuentes Por pérdida de sangre Parasitismo intestinal (estrongilosis). Ectoparásitos (garrapatas, piojos). Úlceras gástricas. Trombocitopenia inmunomediada (TPIM). Carcinoma gástrico de células escamosas. Púrpura hemorrágica equina. Por hemólisis Isoeritrólisis neonatal (IEN). Anemia infecciosa equina. Toxicosis por hojas de arce rojo. Ehrlichiosis equina. Por depresión de la producción eritrocitaria Abscesos crónicos (abdominales). Neumonía o pleuritis crónica. Púrpura hemorrágica equina. Ehrlichiosis equina. Linfosarcoma. Causas poco frecuentes Por pérdida de sangre Coagulación intravascular diseminada. Toxicosis por trébol dulce. Toxicosis por warfarina. Deficiencias congénitas (hemofilia A). Micosis de bolsas guturales. Por hemólisis Toxicosis por cebollas. Anemia hemolítica autoinmune. Piroplasmosis. Infección por clostridios. Transfusión de sangre incompatible. Por depresión de la producción eritrocitaria Leucemia mielógena. Arteritis viral equina. Insuficiencia renal crónica (glomerulonefrítis). Toxicosis por radiación. Anemia aplástica idiopática. (Morris, 2002)
Revisión bibliográfica 22 2.4.3. Signos clínicos Los signos clínicos dependen de la intensidad y grado de desarrollo de la anemia y de la demanda física exigida al animal (Morris, 2002), siendo más manifiestos si la anemia se desarrolla de forma aguda que si se desarrolla gradualmente al permitir, en este caso, una adaptación fisiológica a la menor oxigenación tisular (Morris, 1998). En una anemia grave reflejan la reducción del aporte de oxígeno a los tejidos y sus correspondientes ajustes fisiológicos para aliviar la hipoxa (Sellon y Wise, 2010); mientras que las anemias leves suelen ser asintomáticas en reposo pero se manifiestan notablemente si el caballo se estresa (Ziemer y Bloom, 1991). En general, los signos clínicos más comunes son una menor tolerancia al ejercicio, falta de resistencia, debilidad, depresión, palidez de mucosas, ictericia, hemoglobinuria, taquicardia, taquipnea y otros que dependen del mecanismo fisiopatológico que desarrolla la anemia. Otros signos inespecíficos como anorexia, letargia, pérdida de peso u otros dependen del proceso patológico subyacente primario o secundario (Tvedten, 2010). En anemias graves puede auscultarse un murmullo sistólico de bajo grado, asociado con la menor viscosidad de la sangre y la mayor turbulencia del flujo sanguíneo a través del corazón y los grandes vasos (Sellon y Wise, 2010). I) Anemia por pérdida de sangre La anemia por pérdida de sangre puede estar causada por trauma, infección, neoplasia, coagulopatía, parasitosis y condiciones que aumentan la fragilidad vascular (hemorragia pulmonar inducida por ejercicio) (ver Tabla 4). Los traumatismos son ocasionales, generalmente por accidentes fortuitos e intervenciones iatrogénicas. Las infecciones favorecen la pérdida de sangre por alteraciones vasculares. Las neoplasias son muy poco frecuentes (carcinoma de célula escamosas y linfosarcoma). Los ectoparásitos (piojos, garrapatas) deben producir infestaciones masivas para causar anemia y son fáciles de detectar; los
Revisión bibliográfica 23 parásitos intestinales como los pequeños estróngilos también deben estar en gran número, sin control antiparasitario y sólo se diagnostican por análisis de heces; sin embargo el Strongylus vulgaris, aún en pequeño número puede ocasionar una importante pérdida interna de sangre por rotura vascular (Sellon y Wise, 2010). Las alteraciones hemostáticas que con más frecuencia pueden ocasionar anemia en el caballo son las enfermedades que concurren con vasculitis y las coagulopatías (Carlson et al., 2002). Aunque algunos agentes infecciosos, químicos o endotoxinas pueden dañar directamente las paredes vasculares, las evidencias sugieren que la mayoría de los casos son mediados por mecanismos inmunológicos (Sellon y Wise, 2010). En las enfermedades específicas se tratarán la púrpura hemorrágica equina, la trombocitopenia inmunomediada, la trombocitopenia neonatal aloinmune, la CID, las alteraciones adquiridas de factores de coagulación como la toxicosis por dicumarinas y las congénitas por deficiencias de factores de coagulación. Con respecto a la anemia infecciosa equina (AIE) y la ehrlichiosis granulocítica equina, se exponen en el siguiente capítulo pues su principal mecanismo de acción es hemolítico. También hay otros casos en los que la causa, la patogénesis y el curso clínico están poco claros; probablemente, factores dependientes del hospedador modulan los mecanismos inmunológicos de regulación determinando qué individuos desarrollan vasculitis y la progresión clínica (Carlson et al., 2002). Los signos clínicos varían dependiendo de la gravedad y duración de la pérdida de sangre (Sellon y Wise, 2010), siendo más prominentes cuanto más importante sea la pérdida de sangre (Ziemer y Bloom, 1991). Los caballos pueden tolerar una pérdida de un tercio (aproximadamente 10 a 12 litros) del volumen de su sangre circulante de forma aguda, pero si es mayor puede sobrevenir el shock hipovolémico y la muerte (Sellon y Wise, 2010). En las hemorragias agudas el hematocrito, la hemoglobina y el recuento de eritrocitos pueden aumentar durante las horas siguientes por la contracción esplénica, que puede incrementar un 20% la masa de eritrocitos circulantes y enmascarar la anemia durante 1 ó 2 horas; después comienza a afectarse el patrón hematológico y puede tardar 1 ó 2 días hasta que el hematocrito refleje la verdadera gravedad de la anemia, dependiendo de la hidratación del paciente; por lo que conviene realizar evaluaciones seriadas
Revisión bibliográfica 24 para evaluar el estado hematológico del paciente equino; mientras que la pérdida crónica es muy diferente a la aguda porque permite una adaptación fisiológica (Carlson et al., 2002). La pérdida interna de sangre se asemeja a la anemia hemolítica porque los eritrocitos y las proteínas plasmáticas permanecen dentro del cuerpo y son recuperados; y la externa causa la pérdida de proteínas plasmáticas y eritrocitos (Tvedten, 2010). La anemia por pérdida de sangre es regenerativa, aunque no se espera ningún signo de ello hasta pasados 1 ó 2 días (pre-regenerativa), pero la pérdida crónica se hace progresivamente menos regenerativa con el tiempo debido a la pérdida de nutrientes, causando anemia por deficiencia del hierro con más rapidez en animales jóvenes por su mayor demanda de eritrocitos y de hierro. La hipoproteinemia combinada con anemia regenerativa sugiere hemorragia externa, pero las proteínas plasmáticas se reponen mucho más rápido que los eritrocitos así que la hipoproteinemia se asocia más a pérdida reciente y de gran cantidad de sangre (Tvedten, 2010). La hemorragia se evidencia por la historia, pruebas diagnósticas, citología de fluidos y otros (Tvedten, 2010). Signos como epistaxis, heridas sangrantes, hematuria o melena pueden señalar una fuente de pérdida externa de sangre, mientras que los hematomas, petequias o equimosis un trastorno de la coagulación (Morris, 2002). Las hemorragias petequiales en las mucosas son el resultado de la pérdida de integridad de los pequeños vasos periféricos e indica trombocitopenia, trastorno plaquetario severo, vasculitis o septicemia. La trombocitopenia se refleja normalmente en diátesis hemorrágica, especialmente si el recuento plaquetario es menor a 30.000/μL (Byars y Greene, 1982; Larson et al., 1983; Werner et al., 1984; Morris y Whitlock, 1983; Sockett et al., 1987). En casos graves aumenta el tiempo de sangrado y se altera la retracción normal del coágulo sin afectar el tiempo de coagulación o el fibrinógeno plasmático (Carlson et al., 2002). Los trastornos plaquetarios en el caballo son muy raros. La vasculitis causa edema con fóvea, caliente y doloroso, en diversas partes del cuerpo, normalmente gravitacional. Los daños endoteliales por bacterias o toxinas circulantes (sobre todo endotoxinas)
Revisión bibliográfica 25 pueden causar petequias en ausencia de trastorno de coagulación; sin embargo, como la septicemia frecuentemente inicia la CID en caballos, las hemorragias petequiales en un individuo séptico deben incitar a una evaluación completa del sistema hemostático (Morris, 1991). II) Anemia por hemólisis Es una causa común de anemia en caballos, producida por el aumento de la tasa de destrucción de eritrocitos, sobrepasando la capacidad de respuesta proliferativa de la médula ósea, por hemólisis intravascular o con más frecuencia extravascular por la retirada de eritrocitos por el SMF (Carlson et al., 2002). Generalmente es la anemia más regenerativa (Tvedten, 2010). En caballos, las causas más frecuentes de hemólisis intravascular o extravascular se asocian con mecanismos inmunomediados, daños oxidativos y enfermedades infecciosas y parasitarias, muchas veces también asociadas a mecanismos inmunomediados. Con menor frecuencia también se ha asociado a una amplia variedad de condiciones patológicas (Tabla 5) como la administración intravenosa de dimetíl sulfóxido en alta concentración (≥50%), el síndrome urémico hemolítico caracterizado por fallo renal agudo, anemia hemolítica microangiopática y coagulación intravascular; ingestión de hojas de roble rojo norteño (Quercus rubra L. var. borealis); y administración de soluciones muy hipotónicas o hipertónicas (Sellon y Wise, 2010). La hemólisis microangiopática es poco frecuente debido al pequeño tamaño del eritrocito (MacLachlan y Divers, 1982). Los signos clínicos y las manifestaciones hematológicas varían según el grado de anemia, duración del curso anémico, tasa de destrucción de eritrocitos y proceso patológico primario o enfermedad subyacente (Carlson et al., 2002). La señal de la hemólisis intravascular es la hemoglobinemia y hemoglobinuria (Sellon y Wise, 2010). Cuando la tasa de destrucción de eritrocitos excede la capacidad del hígado para excretar la bilirrubina, aumenta el nivel de bilirrubina indirecta y
Revisión bibliográfica 26 aparece la bilirubinuria y la ictericia al acumularse en los tejidos (Tvedten, 2010). Pueden mostrar taquicardia, taquipnea, alteraciones neurológicas y del comportamiento, decúbito e incluso la muerte. También puede haber fiebre durante los periodos de hemólisis, sobre todo si está causada por agentes infecciosos, es intravascular y aguda (Carlson et al., 2002) y también esplenomegalia (Tvedten, 2010). A medida que aumenta la hemólisis intravascular, los niveles plasmáticos de haptoglobina disminuyen y cuando la hemoglobina sobrepasa su capacidad de captación, queda libre en el plasma siendo potencialmente nefrotóxica (Sellon y Wise, 2010). El análisis del frotis de sangre proporciona con frecuencia evidencias de importancia diagnóstica como parásitos intracelulares, cuerpos de Heinz, células fantasma, autoaglutinación y otras (Tvedten, 2010). Aunque los caballos no suelen mostrar evidencias hematológicas regenerativas, es más probable encontrar un aumento del VCM en los que se recuperan de un grave episodio hemolítico que en los que se recuperan de una hemorragia (Sellon y Wise, 2010). A veces se observa neutrofilia y desviación a la izquierda (Carlson et al., 2002). A menos que se complique con una depresión de la médula ósea, resultando en anemia moderada a severa, se acompaña con disminución del cociente mielode/eritroide, que refleja un aumento de la eritropoyesis que puede compensar o no la destrucción de eritrocitos (Carlson et al., 2002). La concentración de PPT suele ser normal o aumentada (Latimer y Mahaffey, 1991), igual que la concentración férrica del suero (Ziemer y Bloom, 1991). La actividad de la lactato deshidrogenasa puede elevarse durante los episodios agudos de hemólisis (Carlson et al., 2002). Existen procedimientos de diagnóstico serológico específicos para muchas de las causas infecciosas de anemia hemolítica. El test de Coombs directo y el indirecto están indicados en procesos inmunomediados. Como en muchas de las causas infecciosas de anemia hemolítica el principal mecanismo responsable de la hemólisis está mediado inmunológicamente y los animales afectados pueden ser temporalmente Coombs positivos (Carlson et al., 2002).
Revisión bibliográfica 27 III) Anemia por depresión de la producción de eritrocitos La depresión de la actividad hematopoyética de la médula ósea da lugar a la anemia no regenerativa, siendo el mecanismo más frecuente de desarrollo de anemia en caballos (Taylor y Hillyer, 1997; Carlson et al., 2002). Las causas congénitas o idiopáticas son muy poco frecuentes y la mayoría se producen por alteraciones adquiridas, especialmente de forma secundaria a diversas enfermedades que interfieren la eritropoyesis o procesos que dañan o desplazan los elementos normales de la médula ósea y con menor frecuencia por deficiencias de vitaminas o minerales esenciales para la eritropoyesis y toxinas que inducen supresión de la médula ósea (fenilbutazona) (Carlson et al., 2002); los más comúnes son la deficiencia de hierro, inflamación crónica, enfermedades endocrinas o neoplásicas y fallo generalizado de la médula ósea (Sellon y Wise, 2010). Su desarrollo suele ser más gradual y menos grave que en los dos mecanismos anteriores, pero a veces se asocia a ellos, lo que puede hacer progresar rápidamente la anemia y poner en peligro la vida del animal. Excepto en casos de deficiencia crónica de hierro o cobre, la anemia tiende a ser normocítica y normocrómica (Carlson et al., 2002). La anemia aplásica se acompaña frecuentemente con neutropenia y fiebre intermitente, ya que la pérdida de granulocitos predispone a la bacteriemia y a episodios de endotoxemia, procedentes sobre todo de la piel y/o tracto gastrointestinal. También se puede producir fiebre por necrosis tisular de una gran masa tumoral o por infecciones secundarias a una inmunosupresión (linfosarcoma) (Morris, 1991). En las anemia secundarias, el diagnóstico requiere pruebas específicas (leucograma, química clínica, endocrinología, citología, etc.) para detectar las alteraciones primarias que la causan, apoyadas en las características clínicas de la enfermedad (Tvedten, 2010).
Revisión bibliográfica 28 2.4.2. Diagnóstico diferencial de la anemia Las causas de anemia serán descritas agrupadas de acuerdo al mecanismo principal por el que se desarrolla la anemia (clasificación fisiopatológica). I) Anemia por pérdida de sangre La siguiente tabla esquematiza el diagnóstico diferencial de la anemia por pérdida de sangre: Tabla 4. Diagnóstico diferencial para la pérdida de sangre en el caballo Epistaxis: Hemoperitoneo: Micosis de bolsas guturales Trauma: Rotura esplénica o hepática Abscesos pulmonares Rotura de vasos mesentéricos Hemorragia pulmonar inducida por Ejercicio Rotura de arteria uterina Arteritis verminosa Hematoma etmoidal Abscesos abdominales Abscesos o infecciones de senos paranasales Neoplasias Coagulopatías Intubación nasogástrica traumática Neoplasias del tracto respiratorio superior Alteraciones gastrointestinales Úlceras Coagulopatías Intoxicación con antinflamatorios no esteroideos (AINEs) Trauma Neumonía/Pleuritis Parásitos: Strongylus vulgaris, pequeños estróngilos Hemotorax: Trauma torácico Enfermedad intestinal granulomatosa: Fractura costal Histoplasmosis Laceración cardíaca Tuberculosis Rotura de abscesos pulmonares Enteritis granulomatosa Rotura de grandes vasos Neoplasias Neoplasias Carcinoma de células escamosas Coagulopatías Linfosarcoma Hematuria: Coagulopatías Pielonefritis Cistitis/urolitiasis Alteraciones externas Neoplasias Trauma Trauma Complicación quirúrgica Ulceración uretral Coagulopatías Coagulopatías Parásitos externos (Sellon y Wise, 2010)
Revisión bibliográfica 29 Púrpura hemorrágica equina Es un síndrome que cursa con vasculitis cutánea, que puede desarrollarse varias semanas después de una infección, fundamentalmente por Streptococcus equi equi, incluso en caballos presensibilizados por vacunación o infección, que se atribuye al depósito de los complejos inmunes circulantes en los pequeños vasos subcutáneos. En ocasiones pueden estar implicados S. equi zooepidemicus, Corynebacterium pseudotuberculosis, el virus de la influenza equina, el herpesvirus equino o el Rhodococcus equi, aunque en muchos casos no se ha podido identificar la causa (Pusterla et al., 2003; Sellon y Wise, 2010). Signos clínicos: Es predominante el edema cutáneo en áreas bien delimitadas, el cual suele ser doloroso, en la cabeza, zonas declives del abdomen y extremidades, con hemorragias en mucosas visibles (petequias, equimosis, epistaxis); también muestran depresión, rechazo a moverse, fiebre, anorexia, taquicardia, taquipnea, drenaje desde nódulos linfáticos, exudado cutáneo seroso y pérdida de peso. Pueden presentarse complicaciones en otras partes del cuerpo como cojera, cólico, diarrea, disnea, ataxia, nefritis, laminitis, tromboflebitis e infecciones secundarias, que pueden llegar a ser muy graves (Pusterla et al., 2003; Kaese et al., 2005; Sellon y Wise, 2010). Por su carácter de inflamación crónica, suele acompañarse de anemia leve, neutrofilia, hiperglobulinemia e hiperfibrinogenemia, recuento plaquetario normal o alto, excepto si se acompaña de coagulopatía de consumo o TPIM. Pueden haber daños en otros órganos y observarse aumentos de creatina quinasa, aspartato aminotransferasa y creatinina, hematuria y proteinuria (Pusterla et al., 2003; Sellon y Wise, 2010). Diagnóstico: Se basa normalmente en la historia, signos clínicos, respuesta al tratamiento y la comprobación histopatológica de vasculitis leucocitoclástica de biopsias de piel, aunque la distribución irregular de las lesiones y la dificultad en la obtención de biopsias hace difícil el diagnóstico definitivo (Sellon y Wise, 2010). Si la causa inicial es el S. equi equi, los títulos de proteína M suelen ser muy alto; sin
Revisión bibliográfica 36 Tratamiento: Reconocer y tratar con rapidez y adecuadamente la causa, establecer terapia de soporte para el shock, la hipoperfusión tisular y las alteraciones electrolíticas y ácido-base; antibioterapia, antiendotóxico como el flunixín de meglumine 0,25 mg/Kg cada 8 horas (q8h) vía intravenosa (IV), restaurar los mecanismos hemostáticos (plasma rico en plaquetas, factores de coagulación o sangre entera), antibrombógenos (heparinas de bajo peso molecular como dalteparina o enoxaparina), inhibir la ciclooxigenasa y la agregación plaquetaria con ácido acetil salicílico a 20 mg/Kg q24-48h PO (del latín per os: por la boca) o vía rectal, inhibir las citocinas inflamatorias (factor de necrosis tumoral alfa, interleucina 1 y 6) la fosfodiesterasa plaquetaria, la activación plaquetaria y favorecer la flexibilidad eritrocitaria (pentoxifilina 10 mg/Kg q12h PO). También se han probado el etamsilato y el hirudin recombinante, con prometedores resultados pero requieren ser más investigados (Sellon y Wise, 2010). Pronóstico: Depende de la causa, de su rápido reconocimiento y de la posibilidad de ser tratada con efectividad (Sellon y Wise, 2010). Toxicosis por derivados del dicumarol En caballos el tratamiento con warfarina, especialmente si la dieta es deficiente en vitamina K o coexiste un tratamiento con fármacos que desplazan su unión a las proteínas, la ingestión de ciertos rodenticidas y la ingestión de heno de trébol dulce (Melilotus spp.) enmohecido o ensilado y mal curado, puede causar diátesis hemorrágica (Carlson et al., 2002). El dicumarol interfiere la síntesis hepática de los factores de coagulación II, VII, IX, y X inhibiendo la vitamina K. Signos: La diátesis hemorrágica puede ser más o menos grave dependiendo de la cantidad de dicumarina ingerida; a veces sin evidencia de enfermedad hemolítica y con ictericia leve si hay grandes hematomas e inflamación periarticular en zonas de fácil traumatismo, no caliente ni dolorosa, que pueden causar rigidez y rechazo a moverse. El indicador laboratorial más precoz es la prolongación del TP y cuando progresa la enfermedad, el TPPA y el tiempo de
Revisión bibliográfica 37 coagulación activada se prolongan desarrollando anemia por pérdida de sangre e hipoproteinemia. El recuento plaquetario suele permanecer normal a diferencia de la CID (Carlson et al., 2002). Diagnóstico diferencial: Toxicosis por tricloroetileno, micotoxinas y CID. Diagnóstico: Historia de exposición, diátesis hemorrágica, prolongación del TP con o sin TPPA sin otras alteraciones de la coagulación, anorexia y posible presencia de dicumarol en alimentos sospechosos o en sangre o hígado del animal afectado, pero su ausencia no es excluyente (Carlson et al., 2002). Tratamiento: Suspender el tratamiento con anticoagulantes o la administración de alimentos sospechosos de contenerlos, administración de filoquinona (0.3-1 mg/Kg q4-6h SC) hasta normalizar el TP y en casos graves puede ser necesario realizar una transfusión de sangre entera para reponer los factores de coagulación (Sellon y Wise, 2010). Pronóstico: Depende de la cantidad ingerida, pudiendo ser letal (Sellon y Wise, 2010). Alteraciones hemostáticas congénitas Descritas en caballos con poca frecuencia, suelen afectar a razas puras con alta endogamia, la mayoría lo hacen de forma autosómica recesiva y son unifactoriales, a diferencia de los trastornos adquiridos, que se caracterizan en la mayoría por alteración de múltiples factores y con una patología sistémica subyacente grave. Se ha descrito la deficiencia congénita del factor VIII (hemofilia A), recesiva y ligada al cromosoma X, incluido un caso concurrente con deficiencias de los factores IX y XI; la enfermedad de von Willebrand con deficiente formación del tapón plaquetario y posiblemente hereditaria; la deficiencia de precalicreina, cuya heredabilidad en equinos no se ha confirmado; y un caso con un defecto en la
Revisión bibliográfica 38 fase de contacto de la coagulación, que se supone diferente de la deficiencia de precalicreina (Sellon y Wise, 2010). Signos clínicos: Están determinados por el papel fisiológico de los factores afectados y la magnitud de su reducción, reflejándose en diferentes grados de diátesis hemorrágica y prolongación del tiempo de sangrado (Brooks, 2010). Diagnóstico diferencial: Deficiencia de factores de coagulación adquiridos, CID, toxicosis por warfarina o por trébol dulce mohoso y enfermedad hepática aguda. Diagnóstico: En la hemofilia y en la deficiencia de precalicreina aumenta el TPPA; y en la enfermedad de von Willebrand aumenta el tiempo de coagulación activado así como la cuantificación específica de factores de coagulación intrínsecos (VIII, factor de von Willebrand, precalicreina); en las adquiridas también están involucradas las proteínas en las vías extrínsecas y comunes, causando una tendencia hacia la prolongación del TP y del TPPA (Topper y Welles, 2005). Enfermedades gastrointestinales Enteritis granulomatosa Se caracteriza por ser de aparición muy esporádica e insidiosa, de curso a veces prolongado, con malabsorción, anemia, suave incremento o descenso del recuento leucocitario, hipoalbuminemia, nivel de proteínas séricas normales o disminuidas, ocasional incremento de la actividad de la fosfatasa alcalina del suero, gamma glutamil transpeptidasa normal e incremento de tamaño de los nódulos linfáticos mesentéricos en la exploración rectal y ocasionalmente algunos muestran diarrea o cólico. Son también características las lesiones granulomatosas difusas, predominantemente en intestino delgado, con infiltración linfoide y de macrófagos en la lamina propia de la mucosa y variable número de células
Revisión bibliográfica 39 plasmáticas y gigantes. De etiología desconocida, se ha relacionado con ciertos agentes infecciosos, parásitarios, hipersensibilidad a antígenos de la dieta, toxicosis por aluminio y predisposición genética. Afecta a cualquier edad, raza o género, aunque se ha descrito con más frecuencia en Standardbreeds menores de 5 años (Schumacher et al., 2000; Sánchez, 2010). Tratamiento: No existe tratamiento efectivo, solo se han descrito mejorías a corto plazo y una repuesta favorable al tratamiento a largo plazo con dexametasona (Sánchez, 2010) y un caso de recuperación tras la resección de la porción intestinal afectada (Schumacher et al., 2000). Enteritis proliferativa Causada por Lawsonia intracellularis, de presentación esporádica aunque diagnosticada con más frecuencia en los últimos años y en potros destetados de 46 meses; con posible transmisión fecal-oral. Cursa con un síndrome de malabsorción, con pérdida de peso, edemas, diarrea y cólico, con anemia leve a moderada, leucocitosis neutrofílica y pérdida de proteínas. El diagnóstico precisa el examen histopatológico del tejido afectado, con lesiones proliferativas características (hiperplasia mucosa focal con proliferación del epitelio de las criptas en yeyuno distal, íleon y a veces duodeno). El aislamiento y cultivo es difícil. La técnica de inmunofluorescencia indirecta (IFI) del suero y la del PCR (del inglés Polymerase Chain Reaction) de las heces, aunque no del todo sensibles y específicos, pueden mejorar si se efectúan simultáneamente (Williams et al., 1996; Cooper et al., 1997; Frank et al., 1998; Brees et al., 1999; Lavoie et al., 2000; Lawson y Gebhart, 2000; Smith y Lawson, 2001; McGurrin et al., 2007).
Revisión bibliográfica 40 II) Anemia por hemólisis En la siguiente tabla se esquematiza el diagnóstico diferencial de la anemia por hemólisis: Tabla 5. Diagnóstico diferencial para la anemia hemolítica. Enfermedades infecciosas Piroplasmosis Anemia infecciosa equina (AIE) Ehrlichiosis Tripanosomosis Enfermedades inmunomediadas Anemia hemolítica autoinmune Infección bacteriana: Clostridium perfringens , estreptococias Infección viral (AIE) Neoplasias: Linfosarcoma Reacciones a fármacos (Penicilina) Isoeritrólisis Neonatal (IEN) Daño oxidativo (cuerpos de Heinz) Fenotiacina Cebollas Hoja de arce rojo L-Triptofano-indol Metahemoglobinemia familiar Alteraciones iatrogénicas Soluciones hipotónicas o hipertónicas Transfusión de sangre incompatible Otras alteraciones e intoxicaciones Síndrome hemolítico por enfermedad hepática Síndrome urémico-hemolítico Coagulación intravascular diseminada Intoxicación por dimetíl sulfóxido IV Toxinas bacterianas (Clostridium) Roble Lesiones por fuego (Sellon y Wise, 2010; Carlson et al., 2002) Ehrlichiosis granulocítica equina (EGE) Es una enfermedad infecciosa trasmitida por garrapatas causada por Anaplasma phagocytophilum, bacteria intracelular obligada, anteriormente denominada Ehrlichia equi (Franzén et al., 2005); reclasificada como A.
Revisión bibliográfica 41 phagocytophilum junto con las anteriormente descritas E. phagocytophila y el agente de la ehrlichiosis granulocítica humana (Dumler et al., 2001). Descrita en caballos por primera vez en 1969 en el norte de California (Gribble, 1969) y posteriormente en otros países de América, Europa y Oriente Medio (Bullock et al., 2000; Egenvall et al., 2001; Carlson et al., 2002; Bermann et al., 2002; Teglas et al., 2005; Leblond et al., 2005; Amusategui et al., 2006; Levi et al., 2006; Adaszek et al., 2009). Afecta también a humanos, perros, gatos y rumiantes. En Europa, el vector predominante en la transmisión es el Ixodes ricinus, aunque se mencionan otras especies de ixódidos en EE.UU y rara vez por transfusión de sangre contaminada en humanos. La transmisión en las garrapatas es transestadial, no parece existir la transovárica, las larvas y ninfas adquieren el microorganismo al alimentarse de la sangre de gatos, perros, liebres, ciervos, humanos, ovejas y caballos; y transmiten la infección en los sucesivos estadios, al parecer sólo las hembras (Franzén, 2008); aunque parece ser poco eficaz y puede necesitar una gran carga de bacterias para persistir tras la muda (Ogden et al., 2002). Se ha sugerido también que diversos roedores y otros mamíferos salvajes pueden actuar como reservorios, mientras las aves parecen actuar más como vehículos de las garrapatas infectadas (Franzén, 2008). Se han realizado diversos estudios de seroprevalencia en caballos, variando entre el 0% y el 17% (Madigan et al., 1990; Bullock et al., 2000; Egenvall et al., 2001; Teglas et al., 2005; Leblond et al., 2005; Levi et al., 2006; Amusategui et al., 2006), llegando incluso al 50% (Madigan et al., 1990) en caballos aparentemente sanos en áreas endémicas. En humanos se han observado seroprevalencias similares; considerándose en el hemisferio occidental como enfermedad emergente en humanos, perros y caballos. Existen evidencias de infecciones subclínicas persistentes en rumiantes, perros y caballos, en éstos últimos incluso durante más de 4 meses en algunos casos; y también de la permanencia de títulos de anticuerpos durante 5-12 meses que proporcionan protección contra la enfermedad clínica (Franzén, 2008).
Revisión bibliográfica 42 Signos clínicos: En el caballo se describe como una enfermedad aguda, con un periodo de incubación menor de 14 días, caracterizado por fiebre alta, depresión, inapetencia, anorexia, ataxia o tambaleo, edema en distal de miembros y alteraciones hematológicas como trombocitopenia, neutropenia, linfopenia y anemia moderada; pudiendo mostrar hemorragias petequiales e ictericia en mucosas. Las manifestaciones clínicas suelen desaparecer, sin tratamiento, en 7-14 días; pero se recuperan más rápidamente si se tratan con oxitetraciclina y también pueden desarrollar infección subclínica (Franzén, 2008). Diagnóstico diferencial: Incluye la arteritis viral equina, la púrpura hemorrágica, la encefalitis, enfermedades hepáticas y otras infecciones sistémicas febriles sin signos localizados (Madigan y Pusterla, 2000; Franzén, 2008). Diagnóstico: Los criterios para el diagnóstico de la EGE incluyen la presencia de los signos clínicos típicos de la enfermedad aguda, la demostración de cuerpos de inclusión característicos en neutrófilos, en una tasa que varía de menos del 1% inicialmente al 20-30% a los 3-5 días de la infección y la presencia de anticuerpos en el suero, que se suele desarrollar a un título demostrable a las 3 semanas de la infección (Madigan y Pusterla, 2000); considerándose positivo con IFI títulos que varían, según los diferentes investigadores, entre ≥1/20 (Rikihisa, 1991), ≥1/40 (Bullock et al., 2000; Egenvall et al., 2001; Amusategui et al., 2006; Levi et al., 2006; Franzén, 2008) y ≥1/80 (Teglas et al., 2005; Praskova et al., 2011). La técnica serológica más utilizada es la IFI, aunque también se utiliza el ELISA; pero la prueba de PCR para el ácido desoxirribonucleico (ADN) del A. phagocytophilum es la herramienta diagnóstica más sensible (Pusterla y Madigan, 2007). Tratamiento: La oxitretraciclina (7 mg/Kg q12-24h IV) puede acortar la recuperación y pueden ser necesarios cuidados de apoyo como fluidoterapia intravenosa, vendaje de extremidades y confinamiento en los que muestran ataxia (Sellon y Wise, 2010). Pronóstico: Favorable, incluso sin tratamiento, proporcionando cierta inmunidad durante más de dos años y muestra una baja tasa de mortalidad que
Revisión bibliográfica 43 suele asociarse a complicaciones por inmunodepresión e infecciones secundarias o traumatismos por ataxia (Sellon y Wise, 2010); también se ha descrito un caso de muerte por desarrollo de un síndrome de respuesta inflamatoria sistémica con DIC y shock (Franzén et al., 2007). Ehrlichiosis mononuclear equina (EME) También llamada colitis ehrlichial, síndrome de diarrea aguda o fiebre del Potomac, es una enfermedad rickettsial que cursa con colitis febril, causada por el organismo intracelular obligado Neorickettsia risticii, antes denominado Ehrlichia risticii (Dumler et al., 2001). Reconocida por primera vez en 1979 en caballos y ponis a lo largo del Río Potomac (Maryland y Virginia –EEUU-), pero desde entonces se ha descrito en muchas áreas de los Estados Unidos (Palmer et al., 1986; Rikihisa et al., 2005), en Canadá (Heller et al., 2004), Brasil, Uruguay (Dutra et al., 2001) y se ha detectado la presencia de N. risticii en otras partes del mundo como en la Unión Europea (Palmer, 1993; Amusategui et al., 2008) o Korea (Park et al., 2003). Su distribución geográfica se caracteriza por su mayor incidencia a lo largo de canales y ríos, apareciendo la enfermedad de forma esporádica y estacional (Jun-Sep). Puede afectar a caballos cualquier edad y la tasa de mortalidad oscila entre el 5% y el 30% (Rikihisa, 1991; Palmer, 1993). La ruta natural de la infección para la EME aun está en investigación, pero las investigaciones sugieren la implicación de un ambiente acuático en el ciclo vital del N. risticii y la ingestión de caracoles (Juga spp. y Elimia spp.) e insectos acuáticos que actúan como hospedadores de trematodos (cercarias o metacercarias) infectados con N. risticii (Barlough et al., 1998; Reubel et al., 1998; Madigan et al., 2000; Pusterla et al., 2000a; Mott et al., 2002). Algunos estudios sugieren que N. risticii puede transmitirse naturalmente a los caballos por ingestión inadvertida de insectos muertos (tricópteros y efemerópteros) que pueden contaminar los alimentos o el agua; sin embargo, no se descartan otras rutas de transmisión, como que otros insectos y etapas libres de trematodos sean fuentes potenciales de la infección (Madigan et al., 2000; Mott et al., 2002). La transmisión de N. risticii ha
Revisión bibliográfica 44 sido reproducida experimentalmente por las rutas oral, intramuscular, intradérmica, subcutánea e intravenosa (Palmer, 1993; Madigan y Pusterla, 2000). Sin embargo, han fallado diversos intentos de demostrar la intervención como vectores de los artrópodos hematófagos como moscas picadoras y garrapatas (Burg et al., 1990; Levine et al., 1990; Hahn et al., 1990; Levine et al., 1992); aunque T. americanus, T. sulcifrons y Chrysops vittatus eran capaces de transferirlo mecánicamente entre tubos capilares (Levine et al., 1992). También se ha descrito la transmisión transplacental de N. risticii si las madres se infectan durante la gestación (Dawson et al., 1987) y puede inducir aborto o reabsorción del feto (Rikihisa, 1991). No parece haber transmisión directa de N. risticii entre caballos del mismo establo, ni que éstos actúen como reservorio; aunque sí se ha encontrado asociación entre la seropositividad a N. risticii y la presencia de grandes aguas de superficie (Palmer et al., 1986; Paxton y Scott, 1989; Atwill et al., 1994; Atwill et al., 1996). Se ha observado la existencia de una gran proporción (80-90%) de caballos seropositivos que no mostraron signos clínicos de infección tras la exposición a N. risticii (Rikihisa et al., 1990). Hasta la fecha solo se ha identificado a dos tipos de murciélagos como potenciales hospedadores definitivos (Gibson et al., 2005), aunque se ha encontrado evidencia serológica de exposición a N. risticii en gatos, perros, cerdos, cabras y ratones (Carroll et al., 1989; Perry et al., 1989; Amusategui et al., 2008). Los perros (Ristic et al., 1988) y los gatos (Dawson et al., 1988) son susceptibles a la infección experimental inducida, pero el papel de estos animales en la transmisión de N. risticii permanece desconocido (Atwill et al., 1996). La patogenia de N. risticii no se conoce totalmente, aunque se sabe que el organismo infecta y sobrevive en monocitos y sus derivados, ejerciendo acción patógena sobre la mucosa gastrointestinal, pero se desconoce la secuencia de eventos que dan por resultado la enterocolitis (Jones, 2010). El organismo infecta a monocitos en sangre periférica, células del epitelio intestinal y mastocitos (Dumler et al., 2001). Las lesiones más importantes se encuentran en el intestino grueso, variando desde daños morfológicos leves de la membrana de los enterocitos e
Revisión bibliográfica 45 infiltración de mononucleares en la lámina propia en etapas tempranas de la infección, hasta tiflocolitis necrotizante fibrinosa con ulceración grave de la mucosa e inflamación de la lámina propia en etapas posteriores (Jones, 2010). La parasitemia parece limitarse a la fase febril aguda de la infección y en general no inducen reacción inflamatoria severa, debido en parte a la falta de activación completa del macrófago. Se ha observado una notable reducción de células caliciformes y del tamaño de las células de la mucosa epitelial en las que aumenta su basofilia, dilatación de las glándulas intestinales con restos celulares acumulados en su luz y frecuente linfoadenopatía no folicular (Rikihisa, 1991). Causa inmunosupresión (Rikihisa et al., 1987). Se ha observado la persistencia del antígeno de N. risticii, en el colon mayor de un caballo después de 28 días de la recuperación completa de la diarrea (Rikihisa, 1991) y que los caballos recuperados son inmunes a la reinfección durante al menos 20 meses (Palmer et al., 1990). En el intestino grueso son características constantes la vasculitis y la coagulación intravascular, con edema perivascular. Se puede observar la N. risticii en células de la mucosa y en macrófagos y mastocitos de la lámina propia. La diarrea, con pérdida de líquidos, proteínas y electrólitos, se ha sugerido que esté relacionada con la lesión directa a la mucosa del colon por el N. risticii, el deterioro de la absorción del cloruro de sodio por la destrucción estructural de los canales del cloruro sódico y la inflamación. Como en otras colitis, si se lesiona gravemente la mucosa, puede permitir la absorción de bacterias y sus productos, originando una inflamación sistémica que complica el cuadro clínico (Jones, 2010). Signos clínicos: Tras un periodo incubación de 8-13 días, en la transmisión experimental (Rikihisa, 1991), se muestran signos clínicos similares a otras formas de enterocolitis, caracterizados por anorexia, depresión y fiebre bifásica con intervalo de 6 a 7 días. La diarrea se manifiesta en el 75% de los casos y 2 días después del segundo episodio de fiebre, durante la infección experimental, que puede ser moderada a grave y deshidratante. Puede desarrollarse íleo en cualquier etapa de la enfermedad y causar signos de cólico moderado a intenso, signos
Revisión bibliográfica 52 Tripanosomosis Los Tripanosomas patógenos para el caballo son Trypanosoma equiperdum (durina), T. evansi (surra), T. hippicum (murrina de caderas), T. equinum (mal de caderas) y T. vivax y T. congolense (nagana) (Knowles, 1991). En las extensiones de sangre teñidas pueden observarse libres, en pequeño número, como grandes protozoos flagelados, con membrana ondulante y opérculo, en mayor concentración en frotis de la capa Buffy después de la ultracentrifugación (Carlson et al., 2002). El ciclo vital del organismo incluye hospedadores vertebrados e invertebrados. Los tripanosomas frecuentan la sangre de muchos hospedadores y a veces se localizan en tejidos en forma no flagelada. Se puede lograr la transmisión mecánica de los tripanosomas por la picadura de ciertas moscas (Tabanus, Stomoxys) como en el caso de T. evansi, mediante el coito como ocurre en el T. equiperdum, por medio de moscas tsetse (Glossina spp.) donde ocurre desarrollo cíclico como en el caso de T. vivax, T. brucei o T. congolense productores de Nagana o mediante la participación de chinches del género Triatoma que vehicula el T. cruzi, agente causal de la enfermedad de Chagas. En estos hospedadores, que actúan como vectores de la infección y excepto en la transmisión mecánica, los tripanosomas se multiplican en varias formas en el tracto digestivo y eventualmente emigran como formas contagiosas a las glándulas salivares para prepararse para la infección de un nuevo hospedador vertebrado (Knowles, 1991). La patogénesis y los mecanismos que inducen la enfermedad o causan la muerte en la tripanosomosis en humanos o animales permanecen desconocidos; la muerte no puede explicarse en base a la hipoglicemia terminal, anoxia, acidosis o hipercaliemia (Knowles, 1991). La anemia está causada por las hemolisinas liberadas por los tripanosomas y también por la retirada extravascular de los eritrocitos recubiertos por sus antígenos en el bazo, médula ósea y pulmones (Allison y Meinkoth, 2010). También se induce algún tipo de disfunción hepática
Revisión bibliográfica 53 con elevación de enzimas hepáticas en el suero. A excepción de Trypanosoma cruzi, éstos protozoos no invaden las células tisulares y por lo tanto no producen efectos por la destrucción directa de células. No se conoce respuesta tisular específica aunque se ha observado la proliferación reticuloendotelial en bazo e hígado (Knowles, 1991). Durina (OIE, 2012) La durina es una enfermedad contagiosa aguda o crónica de los solípedos de cría que se transmite directamente de animal a animal durante el coito. El organismo causante es Trypanosoma equiperdum. La durina es la única tripanosomosis que no se transmite por un vector invertebrado. T. equiperdum se distingue de otros tripanosomas en que se trata de un parásito tisular que raramente invade la sangre. No se conoce la existencia de ningún otro reservorio natural del parásito más que los équidos infectados. Se encuentra presente en las secreciones genitales de los machos y las hembras infectadas. El periodo de incubación, gravedad y duración de la enfermedad varían considerablemente; a menudo es fatal, aunque pueden producirse recuperaciones espontáneas. Tienen lugar infecciones subclínicas; los burros y los mulos son más resistentes que los caballos y pueden permanecer como portadores no aparentes. La infección no siempre se transmite en cada cópula por el animal infectado. Las ratas pueden infectarse experimentalmente y emplearse para mantener cepas del parásito indefinidamente. Las cepas de T. equiperdum se almacenan preferiblemente en nitrógeno líquido. Los síntomas clínicos se caracterizan por empeoramientos y recaídas periódicas, finalizando con la muerte y, a veces, con la recuperación. Pueden observarse fiebre, edema local de los genitales y las glándulas mamarias, erupciones cutáneas, falta de coordinación, parálisis facial, lesiones oculares, anemia y demacración. Las placas edematosas cutáneas, de 5-8 cm de diámetro y 1 cm de grosor, son patognomónicas.
Revisión bibliográfica 54 Surra Importante tripanosomiasis de distribución mundial causada por T. evansi y transmitida mecánicamente por picadura de tábanos y moscas del caballo (Stomoxys), que afecta principalmente a équidos, pero también a perros, elefantes, camellos y rumiantes. Los rumiantes salvajes pueden actuar como reservorios de la enfermedad (Knowles, 1991). Signos clínicos: Con frecuencia se observa una forma aguda caracterizada por fiebre intermitente asociada a los tripanosomas en la sangre, emaciación gradual con oligorexia, rinorrea serosa, alopecia desigual, petequias y equimosis de mucosas visibles, debilidad, incoordinación, edema en miembros, abdomen ventral y tórax, ictericia, anemia progresiva y muerte (Knowles, 1991). En la necropsia se suele observar emaciación severa, edema en tejidos grasos, ganglios linfáticos inflamados, edematosos y a veces con hemorragia medular. El hígado está agrandado y congestionado; el bazo es normal o atrófico, con corpúsculos de Malpigio grandes y prominentes. Puede haber necrosis renal y enfisema pulmonar. Las hemorragias son comunes, particularmente subendocárdicas y epicárdicas. El líquido pericárdico puede ser excesivo. Puede ser una característica prominente la congestión y hemorragia en el aparato gastrointestinal (Knowles, 1991). Diagnóstico diferencial: Incluye principalmente a diversas causas de enfermedades neurológicas como traumatismos, encefalitis o neoplasias (van der Kolk y Veldhuis Kroeze, 2013). Diagnóstico: El diagnóstico clínico de la tripanosomosis es difícil. Se puede detectar por observación del organismo en examen al microscopio, especialmente por concentración, de la capa Buffy de una muestra de sangre o bien tras el test de inoculación en ratones. También se han desarrollado diversas técnicas de detección de ADN tripanosómico (PCR, LAMP) y serológicas como IFI, ELISA y las
Revisión bibliográfica 55 pruebas de aglutinación sobre tarjeta (CATT/T. evansi y LATEX/T. evansi) (OIE, 2012). Se ha recomendado la combinación de dos o más técnicas para el diagnóstico de este parásito (Monzón et al., 1990), tales como el ELISA y la técnica de aglutinación sobre tarjeta para detectar IgG e IgM; y los métodos parasitológicos y la PCR para la detección sensible de infestaciones por T. evansi (Desquesnes et al. 2009). Tratamiento y prevención: Precisa cuidados de soporte y la administración de quimioterápicos como el aceturato de diminaceno, la quinapiramina o la melarsamina; aunque muestran una eficacia limitada por aparición de resistencias, no traspasan la barrera hematoencefálica, no están autorizados para uso veterinario en España, su elevado coste y sus posibles efectos tóxicos para los caballos (Mehlhorn, 2001; Tuntasuvan et al., 2003; Holmes et al., 2004; Da Silva et al., 2009; Gillingwater et al., 2010; AEMPS, 2011). Se ha sugerido que el diminaceno (3,7-7 mg/Kg IM) protege de la infección a los caballos durante unos 18 días (Faye et al., 2001). Las medidas de control están dirigidas sobre todo al hospedador, más que al vector por su abundancia, incluyendo la detección y el tratamiento de los animales infectados, el tratamiento profiláctico de los animales susceptibles y su protección, en lo posible, contra moscas y murciélagos hematógagos (Radostits et al., 2007). Actualmente no existen vacunas disponibles (OIE, 2012), pero se ha propuesto la inmunización de los hospedadores dirigida contra los parásitos hematófagos (Desquesnes, 2004). Murrina de Caderas Tripanosomosis de América Central, causada por Trypanosoma hippicum. Los caballos y las mulas son particularmente susceptibles y los bóvidos son reservorios de la infección. La enfermedad es similar a la surra, aunque tiene un curso más prolongado. Los signos clínicos incluyen debilidad, emaciación, anemia, equimosis, edema, esplenomegalia y parálisis (Knowles, 1991).
Revisión bibliográfica 56 Mal de Caderas Tripanosomiasis de Suramérica tropical y subtropical que afecta a los équidos, causada por T. evansi o T. equinum. Causa una infección aguda similar a la surra (Knowles, 1991). Nagana Nagana es un término colectivo para la tripanosomosis africana de animales domésticos, particularmente aquellas infecciones causadas por el T. brucei, T. congolense y T. vivax. Gran variedad de animales salvajes pueden servir como reservorios de la infección, fundamentalmente de forma asintomática. Afecta a todas las especies animales domesticas en África tropical, se manifiesta en formas agudas o crónicas con fiebre intermitente, anemia, emaciación, edema subcutáneo, debilidad y a veces fotofobia. La muerte puede ocurrir tras la enfermedad aguda o después de un curso prolongado, durante el cual se pierden gradualmente las características dominantes (Knowles, 1991). Anemia infecciosa equina (AIE) Enfermedad producida por un retrovirus que afecta a caballos, asnos y mulas, como únicos hospedadores naturales (Sellon y Wise, 2010), de distribución mundial y declaración obligatoria (ORDEN APA/1668/2004, 2004). En España no se han declarado casos desde 1983, pero sí en otros países europeos como Italia, Francia, Alemania, Bélgica y algunos del Este (OIE, 2012). Se trata de un virus no oncogénico que infecta a macrófagos y células endoteliales y se integra en el genoma del hospedador favoreciendo su persistencia (Oaks et al., 1999). De transmisión estrictamente mecánica, por transferencia de sangre de un animal infectado a uno susceptible principalmente por insectos hematófagos como tábanos y moscas del establo, donde los virus no parecen sobrevivir más de 30 a 120 minutos, de forma iatrogénica, transplacental o por ingestión de calostro y leche de madres infectadas. Los potros nacidos de yeguas portadoras suelen ser
Revisión bibliográfica 57 seropositivos hasta los 6 meses de edad debido a las Ig calostrales y aproximadamente el 10% están infectados. La viremia y el potencial de transmisión son mayores durante los episodios febriles (Sellon y Wise, 2010). Signos clínicos: En general, los caballos infectados pueden manifestar tres formas clínicas: aguda, crónica intermitente y otra como portador inaparente. Los afectados de forma aguda muestran fiebre, letargia y anorexia, con trombocitopenia como alteración hematológica más destacada y a veces anemia, no suelen mostrar signos diagnósticos claros y no muestran seroconversión hasta pasados unos 40 días del inicio de la infección. Los signos de enfermedad crónica son más clásicos, con fiebre recurrente, pérdida de peso, edema ventral y anemia, de forma cíclica asociada a nuevos ataques antigénicos del virus, disminución temporal de la respuesta inmunitaria o altos títulos de replicación vírica y son seropositivos. La anemia se debe a hemólisis intravascular y extravascular por unión al complemento y por depresión eritropoyética. La trombocitopenia coincide con los episodios febriles y se debe a destrucción plaquetaria por mecanismos inmunológicos o no inmunes y reducción de su producción. Muchos caballos seropositivos presentan escasos o ningún signo clínico, pero con alteraciones inmunológicas sanguíneas que indican una respuesta inmune a la persistencia de la actividad viral como hiperglobulinemia y menor proporción de linfocitos CD5+ y CD4+; estos animales son portadores inaparentes, manteniendo la infección y con capacidad de contagio durante toda su vida (Sellon y Wise, 2010). Diagnóstico diferencial: Arteritis viral equina, EGE, púrpura hemorrágica equina, anemia hemolítica autoinmune y otras causas de pérdida de peso crónica (abscesos, hepatitis activa crónica y algunas neoplasias linforeticulares) (Sellon y Wise, 2010). Diagnóstico: Detección de anticuerpos mediante las pruebas serológicas ELISA y test de Coggins, que ofrecen resultados rápidos y sensibles, pero pueden dar algunos resultados falsos o equívocos al inicio de la enfermedad, en potros
Revisión bibliográfica 58 nacidos de madres infectadas o en inmunodeprimidos, que requieren ser confirmados combinando las pruebas (Sellon y Wise, 2010). Tratamiento: No se dispone de tratamiento antiviral específico y solo es posible la atención de soporte, especialmente durante los episodios febriles (Sellon y Wise, 2010); en cualquier caso, es una enfermedad de declaración obligatoria y se actuará según determine la autoridad competente (Ley 8/2003, de 24 de abril, de sanidad animal). Anemias inmunomediadas Asociadas con la producción de anticuerpos que se unen a la superficie de los eritrocitos favoreciendo su retirada de la circulación y destrucción. En caballos no parece haber predilección por raza o género, es menos frecuente que en perros y gatos, pero sigue siendo una causa importante de anemia. La anemia hemolítica inmunomediana (AHIM) primaria, incluye la AHIM idiopática o autoinmune, la transfusión con sangre incompatible y la isoeritrólisis neonatal (IEN) y es un proceso muy poco frecuente en caballos, de intolerancia contra antígenos de superficie normales de los propios eritrocitos. La AHIM secundaria, descrita con más frecuencia, se asocia a la formación de anticuerpos contra sustancias que cubren anormalmente al eritrocito (Seino, 2010), causadas con mayor incidencia (15-26%) por infecciones por clostridios (Weiss y Moritz, 2003), pero también por AIE, estreptococos, abscesos, neoplasias (linfosarcoma, melanoma), fármacos (penicilina, sulfamidas, heparina) o toxinas (organofosforados) y también se ha asociado a otras enfermedades sistémicas como la enteropatía con pérdida de proteínas, púrpura hemorrágica y lupus eritematoso sistémico (Seino, 2010). Los medicamentos inducen la AHIM mediante una reacción de hipersensibilidad tipo II, al combinarse con los anticuerpos y activar el complemento destruyendo a los eritrocitos cercanos; o bien, modificando la superficie del eritrocito al unirse a ésta y actuar como un hapteno (ej.: penicilina, heparina); o también, modificando la membrana del eritrocito de tal forma que adsorben pasivamente los anticuerpos y son eliminados por las células fagocitarias. Las infecciones también pueden
Revisión bibliográfica 59 ocasionar una reacción de hipersensibilidad tipo II al adsorberse en los eritrocitos los antígenos bacterianos, víricos o protozoarios, siendo reconocidos como extraños y lisados por los anticuerpos y el complemento, o fagocitados por el SMF (Tizard, 2009); se cree que también las toxinas bacterianas actúan lesionando directamente la membrana del eritrocito (Weiss y Moritz, 2003). Los eritrocitos afectados tienen mayor fragilidad osmótica y son destruidos intravascularmente si el anticuerpo se fija y activa la cascada del complemento con formación del complejo de ataque de membrana, o con más frecuencia extravascularmente, por las células fijas del SMF, sobre todo del bazo (Seino, 2010). Signos clínicos: Son similares y muy poco constantes en ambas formas, dependiendo de la tasa de destrucción, de la gravedad de la anemia y del proceso subyacente; puede haber fiebre, depresión, ictericia, hemoglobinuria y si la anemia es grave (Hcto <15%) taquicardia, taquipnea, extremidades frías, mucosas pálidas, debilidad muscular, murmullos cardíacos y a veces esplenomegalia. Los hallazgos hematológicos y bioquímicos son los esperados para una anemia hemolítica en el caballo, que suele ser intensa, típicamente regenerativa, con niveles bajos de reticulocitosis y anisocitosis con aumento del VCM, autoaglutinación y trastornos eritrocitarios coherentes con la alteración de su membrana como poiquilocitosis, equinocitosis, esferocitosis y aumento de su fragilidad en solución salina hipotónica. Suele haber leucocitosis neutrofílica y a veces trombocitopenia. También puede encontrarse hiperfibrinogenemia e hiperbilirubinemia total y de la indirecta asociadas a la hemoglobinuria (Seino, 2010; Sellon y Wise, 2010). Diagnóstico diferencial: Pérdida de sangre y otras causas de anemia hemolítica, incluyendo EIA, EGE, piroplasmosis, enfermedad crónica, leptospirosis y neoplasias (Seino, 2010). Diagnóstico: Se basa en criterios clinicopatológicos múltiples como alteraciones del eritrocito coherentes con la alteración de su membrana, anemia típicamente regenerativa, resultado positivo al test de Coombs, autoaglutinación y exclusión de otras causas primarias de anemia mediante procedimientos diagnósticos adecuados a las posibles causas (Seino, 2010). La identificación
Revisión bibliográfica 60 específica del anticuerpo se puede hacer con inmunofluorescencia directa usando citometría de flujo, que detecta niveles bajos de IgG ligada a eritrocitos y plaquetas; y tiene valor en la monitorización de la respuesta al tratamiento (Wilkerson et al., 2000; Davis et al., 2002; Wardrop, 2005). Tratamiento: Además de los cuidados de soporte apropiados, suspender cualquier tratamiento con medicamentos o tratar específicamente la enfermedad primaria subyacente, fluidoterapia intravenosa para evitar la nefropatía pigmentaria, corticoterapia programada según respuesta y en casos refractarios con ciclofosfamida o azatioprina (1,1 mg/Kg, IM, q24h); puede precisar transfusión con sangre entera compatible en casos graves (Sellon y Wise, 2010). Pronóstico: Suele ser favorable en las inducidas por medicamentos si se suspenden oportunamente, pero en las idiopáticas o por enfermedades sistémicas graves puede ser reservado o malo (Sellon y Wise, 2010). Anemia hemolítica por daños oxidativos Los eritrocitos son células muy especializadas que no pueden reparar sus componentes celulares y están expuestos a sufrir agresiones oxidantes, bajo condiciones fisiológicas o patológicas, que pueden dañarlos irreversiblemente cuando se sobrepasan los mecanismos enzimáticos de protección como la superóxido dismutasa, la glutatión reductasa, la glutatión peroxidasa y el glutatión reducido. La consecuencia más común de lesión oxidativa en los eritrocitos es la formación de cuerpos de Heinz al precipitarse la hemoglobina por oxidación de los grupos sulfhidrilos globínicos, eccentrocitos por daños en su membrana y metahemoglobina por oxidación férrica (Fe3+) (Desnoyers, 2010). Los daños en la membrana del eritrocito alteran su tonicidad intracelular, ocasionando hemólisis intravascular y favorece la hemólisis extravascular especialmente en los que contienen cuerpos de Heinz. También puede haber una menor tasa de reducción de la metahemoglobina producida fisiológicamente (Sellon y Wise, 2010). Puede estar causada por exposición a agentes oxidantes, como la ingestión de hojas secas de
Revisión bibliográfica 61 arce rojo “Acer rubrum L.” (Alward et al., 2006), posiblemente por efecto del ácido gálico y otros tóxicos (Boyer et al., 2002); también ha sido descrita en caballos, en muy pocas ocasiones, por ingestión de fenotiacina, ciertos Allium spp. (cebollas y ajo) y nitratos; en un caso de linfosarcoma y por deficiencias enzimáticas de glucosa-6 fosfato deshidrogenasa, flavín adenín dinucleótido, glutatión reducido y glutatión reductasa (Sellon y Wise, 2010) y por L-triptófan-Indol (Paradis et al., 1991) y quemaduras graves (Norman et al., 2005). Signos clínicos: Varían con la toxina específica o los metabolitos tóxicos, la cantidad ingerida, el momento del curso de la enfermedad y la concurrencia de factores complicantes secundarios como nefrosis pigmentaria. Cursa generalmente con anemia aguda y profunda, debilidad, depresión, anorexia e intolerancia al ejercicio, palidez de mucosas, ictericia variable, frecuencias cardiaca y respiratoria elevadas, metahemoglobinemia y en ocasiones la muerte; no suelen desarrollar fiebre. Inicialmente puede observarse un alto porcentaje de eritrocitos con inclusiones de cuerpos de Heinz, pero pronto son retirados y sustituidos, reduciendo marcadamente su proporción. La esplenectomía o el tratamiento con corticoesteroides, puede reducir la eliminación de los eritrocitos afectados. También se ha observado agotamiento del glutatión reducido y elevación de los enzimas hepáticos y de la bilirrubina indirecta (Carlson et al., 2002). Diagnóstico diferencial: Otras causas de anemia hemolítica como las causadas por infección o las autoinmunes (Carlson et al., 2002). Diagnóstico: Puede ser difícil, pero la evaluación laboratorial, los datos clínicos y epidemiológicos pueden servir de ayuda (Carlson et al., 2002). Tratamiento: Cuidados de soporte apropiados, suspender o evitar la ingestión de sustancias oxidantes, administración de carbón activado, mediante sonda nasogástrica para reducir la absorción de toxinas, fluidoterapia intravenosa para evitar la nefropatía pigmentaria y se ha sugerido el tratamiento con dexametasona para estabilizar las membranas celulares y la administración de
Revisión bibliográfica 68 El cobre es un cofactor esencial para diversos enzimas involucrados en la síntesis y mantenimiento del tejido conjuntivo elástico, movilización de las reservas de hierro, preservar la integridad mitocondrial, síntesis de melanina y detoxificación de superóxidos (NRC, 2007) y su deficiencia produce menor tasa de crecimiento, anemia, pelo áspero y despigmentado, otras alteraciones del tejido conectivo, óseo y nervioso; más destacados en animales en crecimiento (Radostits et al., 2007). La carencia puede producir anemia y hemorragias en yeguas viejas (Stowe, 1968) y problemas articulares (Bridges et al., 1984; Bridges y Harris, 1988; Hurting et al., 1993), aunque en otro estudio no se encontró esta relación (Van Weeren et al., 2003). Como el cobre interviene en el transporte de hierro y en la incorporación del hierro en el grupo hemo, la anemia se manifiesta de forma similar a la deficiencia de hierro, generalmente moderada, de progresión lenta y suele ser microcítica e hipocrómica; pero las reservas medulares de hierro son normales (Carlson et al., 2002). El caballo es menos sensible a padecer deficiencia de cobre que los rumiantes (Frape, 1992) pero se podrían dar deficiencias por interacción con otros minerales como en pastos de suelos carentes en cobre y altos niveles de ingestión de molibdeno (>20 mg/Kg) o de cinc (1-2 gr/Kg) (NRC, 2007). La deficiencia de cobre se puede documentar midiendo el cobre del suero como ceruloplasmina, el superóxido dismutasa del eritrocito o el contenido de cobre del pelo, hígado o del riñón (Carlson et al., 2002). Algunos autores consideran que la concentración de cobre en suero tiene un valor limitado para su uso clínico en la determinación del estatus de cobre y existe un aparente secuestro de ceruloplasmina durante la retracción del coágulo; sin embargo se ha propuesto como límite marginal y normal 11.5-16 µmol/L respectivamente (NRC, 2007). Las fuentes suplementarias de cobre que se indican son sus sales (sulfato, cloruro, carbonato, oxido) y el proteinato; aunque los estudios de disponibilidad dan resultados variados (24-54%), parece que los mejores son el sulfato y el proteinato. También se propuesto la administración de una mezcla de pellets de Alfalfa (Medicago sativa) y grama común (Cynodon Dactylon) (NRC, 2007). En cuanto al yodo, en caballos se ha descrito una anemia normocítica y normocrómica que responde al tratamiento de reemplazo tiroideo; y se piensa que
Revisión bibliográfica 69 la anemia asociada al hipotiroidismo es funcional, posterior a una disminución de la tasa metabólica (Sellon y Wise, 2010). No se ha documentado en caballos la deficiencia de vitamina K excepto por antagonismo por uso de dicumarol o derivados; tampoco se ha descrito alteración en la producción de hemoglobina por deficiencia de ácido pantoténico (NRC, 2007). Anemia por enfermedad inflamatoria crónica Diversos procesos inflamatorios crónicos, como infecciones, neoplasias o trastornos endocrinos (Tabla 6), se asocian con frecuencia a una anemia no regenerativa leve o moderada, normocítica y normocrómica; que puede resultar del bloqueo de la liberación de hierro desde sus reservas medulares y hepáticas, dando lugar a una menor disponibilidad para la síntesis del grupo hemo, a una reducción de la síntesis de eritropoyetina recombinante humana (EPO) en enfermedad renal crónica, a una menor vida de los eritrocitos circulantes y una menor respuesta medular a la anemia a causa de la liberación de mediadores inflamatorios (Sellon y Wise, 2010). Los signos clínicos y las características hematológicas y serológicas dependen de la enfermedad primaria y los diferentes órganos implicados. En general, es una anemia suave, no sensible, lentamente progresiva y con escasas consecuencias clínicas, a menudo con indicadores de una respuesta inflamatoria crónica (leucocitosis neutrofílica, monocitosis, elevación de las PPT fibrinógeno y globulinas). Suelen mostrar disminución de la concentración sérica de hierro, TIBC normal o disminuido, concentración de ferritina sérica normal o aumentada, saturación de transferrina con el hierro disminuida y reservas medulares de hierro normal o aumentada (Sellon y Wise, 2010). Tratamiento: Encaminado a resolver el proceso patológico primario. No está indicada la suplementación de hierro ya que las reservas sistémicas suelen estar normales o aumentadas (Sellon y Wise, 2010).
Revisión bibliográfica 70 Pronóstico: Depende del proceso patológico primario. Anemia por supresión de la médula ósea Existen muy pocas descripciones de anemia aplástica equina, pero se han descrito tipos distintos de aplasia de la médula ósea, incluyendo formas idiopáticas, asociadas a medicamentos y posiblemente a toxinas, genéticas y del síndrome mielodisplásico hipoplásico (Weiss, 2010b). La supresión selectiva de la eritropoyesis es rara en el caballo, pero se menciona como secuela a la administración de EPO en caballos, posiblemente por reacción cruzada de anticuerpos (Woods et al., 1997; Piercy et al., 1998). Pueden presentarse hipoplasias medulares por infección bacteriana o viral, enfermedad crónica renal o hepática, administración de fenilbutazona, intoxicación con soja de extracción con tricloroetileno, trastornos autoinmunes y posiblemente por neoplasias hematopoyéticas e irradiación (Sellon y Wise, 2010). Signos clínicos: Cursa generalmente con pancitopenia y, debido a la mayor longevidad del eritrocito, la anemia y sus signos son precedidos por diátesis hemorrágica y aumento de la susceptibilidad a infecciones, dependiendo de la gravedad y rapidez con que progresa la aplasia (Sellon y Wise, 2010). Diagnóstico: Se basa en la combinación de alteraciones hematológicas periféricas y el análisis anatomopatológico de la médula ósea que muestra reducción, anormalidad o ausencia de poblaciones celulares hematopoyéticas precursoras y sustitución por tejido graso (Sellon y Wise, 2010). Tratamiento: Además de cuidados de apoyo y transfusión de sangre compatible en casos graves de anemia y trombocitopenia, depende de la causa que la origine; así, los pacientes pueden mostrar mejoría con corticoterapia y esteroides anabolizantes que estimulan la producción de EPO y aumentan la sensibilidad de los receptores de las células madre a la EPO en casos de etiología autoinmune, suspender el tratamiento con medicamentos que la causen,
Revisión bibliográfica 71 antibioterapia contra infecciones, EPO en casos de enfermedad renal y aislamiento de los caballos con leucopenia grave (Sellon y Wise, 2010). Pronóstico: También depende de la causa, en la mayoría de los casos ocasionados por medicamentos suele responder favorablemente a su suspensión (Sellon y Wise, 2010).
3. Materiales y métodos
Materiales y métodos 75 3.1. Generalidades La presente tesis está basada en un estudio transversal sobre la anemia crónica en équidos, realizado a una muestra estadísticamente representativa de la población equina de la isla de Gran Canaria durante los años 2008-2010. En éste estudio se procedió a la toma de muestras de sangre para su evaluación mediante un hemograma completo de todos los animales, así como la determinación de anticuerpos séricos de Anaplasma phagocytophilum, Neorickettsia risticii, Babesia caballi, Theileria equi, Trypanosoma evansi y la determinación de algunos minerales presentes en el suero sanguíneo en una muestra seleccionada. Paralelamente en las explotaciones seleccionadas se procedió a la toma de datos mediante un cuestionario epidemiológico. 3.2. Animales La selección aleatoria de los animales que se incluyeron en el presente estudio se basó en una aproximación Normal para una distribución binomial. Los datos estadísticos que se tomaron como referencia fueron (Thursfield, 2007): - La población de los équidos en Gran canaria correspondería con una población finita (4.500 ejemplares aproximadamente) - Intervalo de confianza del 99% - Precisión absoluta del 5% - Prevalencia (animales con anemia) esperada del 40% Así, un total de 558 équidos fueron incluidos en este estudio como muestra estadísticamente representativa de la población de équidos de Gran Canaria, lo que también supuso un 12.4% de la población. Estos animales pertenecían a diferentes razas, edades y género y sólo fueron incluidos aquellos ejemplares aparentemente sanos, descartando los clínicamente enfermos y/o con historial reciente de enfermedad o medicación. La aprobación del propietario para participar en el estudio fue también determinante para la inclusión/exclusión en el estudio.
Materiales y métodos 76 3.3. Toma de muestras y procedimientos laboratoriales 3.3.1. Análisis hematológicos Las muestras de sangre se obtuvieron durante la visita a las granjas seleccionadas, mediante punción de la vena yugular de aquellos équidos seleccionados, descansados, evitando en lo posible inducir estrés en los animales (Figura 1). Las muestras se tomaron mediante el sistema venoject® en tubos conteniendo EDTA K3 como anticoagulante y también con silicona (Figura 2), se enviaron al laboratorio refrigeradas (4ºC) y siempre antes de las tres horas de su extracción. Las muestras fueron procesadas inicialmente en el laboratorio de hematología de la Facultad de Veterinaria de la U.L.P.G.C., inmediatamente tras su llegada y siempre por la misma persona. Las muestras de sangre en tubos con silicona, una vez coagulada, fueron centrifugadas a 1.200 x g (3.000 rpm) durante 10 minutos para la obtención del suero (Figura 3) y fueron almacenadas a -20ºC hasta la realización de los métodos serológicos de detección de anticuerpos frente a Anaplasma phagocytophilum, Neorickettsia risticii, Theileria equi, Babesia caballi y Trypanosoma evansi; así como la determinación de los niveles de Cu, Fe y Zn en suero (ppm). Figura 1. Extracción de sangre.
Materiales y métodos 77 Figura 2. Material para extracción de sangre y refractómetro. Figura 3. Centrifugación de la sangre.
Materiales y métodos 84 Tabla 7. Variables utilizadas en la encuesta: Datos de identificación Código de propietario, código de animal y código de explotación. Especie (1), raza (2), edad (3), género (4) y capa (5). Sanidad y alimentación del animal Condición corporal (6) y aspecto del pelo (7). Uso principal (8), tiempo (9) e intensidad de trabajo (10). Horario de pastoreo (11), estabulación (12) y en potrero (13). Calidad de pastos (14). Alimentación: Rel. Concentrados/forrajes (15), calidad (16) y frecuencia (17). Programa de vacunación (18) y desparasitación (19). Programa de desinsectación de los animales (20) y modo (21) Datos y sanidad de la explotación Distribución geográfica de los animales (municipio y lugar) (22). Superficie total (23) y usada por los caballos (24). Altitud (25), zona bioclimática (26) y zona geoclimática (27). Vegetación (28), proximidad (29), lados adyacentes (30) y densidad (31). Proximidad (32) y diámetro (33) de reservas de agua embalsada. Tipo de potrero (34). Establos: Tipo (35), ambiente (36) y aislamiento (37). Frecuencia de desinfección de instalaciones (38) y de desinsectación (39). Camas: Tipo (40) y frecuencia de limpieza y cambio (41). Consideramos que las variables incluidas, referidas a las particularidades medioambientales y de manejo, pueden tener importancia en la transmisión de algunas enfermedades. Por ejemplo, en aquellas transmitidas por artrópodos puede ser relevante la proximidad a zona forestal, los lados adyacentes de la granja a bosques, la densidad del bosque, la proximidad a aguas superficiales y su dimensión, el tipo de paredes del establo, la frecuencia de pulverización de insecticidas en establos y graneros, la frecuencia de pulverización insecticidas sobre los caballos y cómo se aplica a los caballos. Otras variables están relacionadas con el mantenimiento de la ruta de transmisión de agentes patógenos por vía oral, como el tipo de camas, el uso de desinfectantes en establos, la frecuencia de desparasitaciones y otras especies animales con acceso al ambiente de los caballos. Finalmente, otras están relacionadas con el mantenimiento de ambas rutas de transmisión como la altitud, la zona bioclimática y geoclimática, el horario de pastoreo, de estabulación y de potrero, el tipo de pastos, la frecuencia de limpieza y cambio de camas, el tipo de potrero, la superficie de la explotación total y la empleada por los caballos, el grado de intercambio de caballos durante el último año y la explotación de procedencia.
Materiales y métodos 85 Por otro lado, se recogieron algunos especímenes de garrapatas cuando fueron observados sobre la superficie de los animales, preservándolos en etanol al 70%, hasta su identificación por el Dr Habelá, colaborador en este estudio. En algunas explotaciones donde se permitió, se obtuvieron muestras de heces de caballos sin signos de enfermedad y que no hubieran sido desparasitados en los últimos 4 meses, para realizar una valoración preliminar de la población parasitaria gastrointestinal de los caballos, realizando exámenes parasitológicos en heces obtenidas por exploración rectal, guardadas con el guante de exploración revertido y dentro de una bolsa impermeable, refrigeradas, hasta su valoración en las siguientes 3 horas; también se recogió una muestra perianal con cinta adhesiva; y fueron valoradas usando las técnicas de concentración por flotación y sedimentación simple y con aparato de Baermann y su examen al microscopio óptico 10x y 40x usando ocular micrométrico. 3.4.2. Procedimiento de toma de datos epidemiológicos Los datos sobre cada caballo y manejo de cada cuadra se obtuvieron mediante entrevista personal con el propietario y/o cuidador. En primer lugar cada individuo fue identificado anotando su nombre, número de identificación y comprobación de su documentación oficial, asignándosele un código tanto para el animal como para cada propietario y explotación incluida en el estudio. Se anotaron los datos de la reseña (variables 1ª a 5ª), los datos de un breve reconocimiento clínico para comprobar si el animal se encontraba clínicamente sano, se anotó la posible administración de medicamentos utilizados en los últimos 3 meses o si padecían o habían padecido enfermedades con posible repercusión sobre los parámetros eritrocitarios, en cuyo caso fueron excluidos del estudio. A continuación se anotaban los datos relativos a la sanidad y a la alimentación del animal (variables 6ª a 21ª), incluyendo el programa sanitario y de ejercicio al que estaban sometidos los caballos. Posteriormente se recabaron datos de la explotación, referidos a su situación geográfica, sus características ecológicas y ambientales, y también de las condiciones de manejo sanitario general (variables 22ª a 41ª).
Materiales y métodos 86 3.4.3. Estadística descriptiva de la población y muestras estudiadas Bloque 1: Factores dependientes del individuo 1 Especie: De los 558 équidos estudiados, 469 (84,05%) fueron caballos (Equus caballus) y 42 (7,53%) ponis (Equus caballus), 45 (8,06%) asnos (Equus asinus) y 2 (0,36%) mulas (E. asinus x E. caballus). En el diagrama se muestra gráficamente: 2 Raza: Aunque la variable raza se incluyó en la encuesta, para el tratamiento de datos en nuestro estudio las razas fueron agrupadas según su temperamento racial, de acuerdo con la importancia de las diferencias hematológicas entre estos grupos temperamentales (Grondin y Dewitt, 2010). Así, consideramos al pura sangre árabe, al pura sangre inglés y a sus cruces como de sangre caliente (SC); las razas de caballos de tiro y sus cruces como de sangre fría (SF) y a todas las demás como de media sangre (MS); manteniendo diferenciados a los ponis, asnos y mulas. De los 558 équidos estudiados, 128 fueron de sangre caliente (22,94%), 8 de sangre fría (1,43%) y 333 de media sangre (59,68%). Además de los 42 (7,53%) ponis, 45 (8,06%) asnos y 2 (0,36%) mulas. En el siguiente diagrama se muestra gráficamente: 469 42 45 2 Distribución por especie Caballos Ponis Asnos Mulas 128 333 8 42 45 2 Distribución por raza (temperamento racial) SC MS SF Ponis Asnos Mulas
Materialesymétodos 87 3Edad:Laedadfueconsideradaenelmomentodelaprimeraextracciónde sangre.Seestudiaronanimalesprocedentesdetodaslasedades,desde0,45a30,9 años(10,18demedia).Lossiguientesgráficospresentanlosdatosagrupados: 0 10 20 30 40 50 60 0123456789101112131415161718192021222324252627282930 Distribuciónporedad 81 452 25 Distribuciónporgruposdeedad Potros(<2años) Adultos(2‐20años) Viejos(>20años)
Materiales y métodos 88 4 Género: Se estudiaron un total de 243 (43,55%) hembras y 315 (56,55%) machos (105 -18,82%- enteros y 210 -37,63%- castrados). Se hallaron dos criptórquidos que se incluyeron como machos enteros. El siguiente diagrama esquematiza los grupos por género: 5 Capa: Las capas de los animales fueron incluidas y agrupadas en dos categorías: capas claras y capas oscuras. Las siguientes figuras muestran los resultados por capa y agrupados: 105 210 243 Distribución por género Machos enteros Machos castrados Hembras 0 50 100 150 200 250 Distribución por capas 416 142 Distribución por grupos de capas Oscuras Claras
Materiales y métodos 89 Bloque 2: Factores dependientes del manejo 6 Condición corporal: Se determinó la condición corporal de los animales mediante la clasificación utilizada en NRC (2007), que considera que el valor 1 son animales extremadamente delgados y 9 animales obesos. La estructura de la población con respecto a su estado corporal se expresa en el siguiente diagrama, donde se puede comprobar que la población estudiada se encontraba incluida entre los grupos 2 y 7; de los que el 78,67% (439/558) pertenecían a los grupos 4, 5 y 6, el 19,89% (111/558) estaban delgados y el 1,43% (8/558) algo por encima del peso ideal. En la figura siguiente se muestra un ejemplo de cada uno de los niveles de condición corporal encontrados en la población muestreada: 21 90 187 168 84 8 Condición corporal 2 3 4 5 6 7
Materiales y métodos 90 Figura 5. Ejemplo de cada uno de los niveles de condición corporal. 7 Aspecto del pelo: Se determinó el aspecto del pelo como indicador subjetivo de salud, apreciando en el mismo las características propias de brillo, suavidad y retraso en la muda. Se expresó en una escala de 1 a 5 siendo el valor 1 el pelo de peor aspecto y el 5 el de mejor aspecto (ver figura 6). El siguiente diagrama esquematiza los resultados:
Materiales y métodos 91 Figura 6. Ejemplo de cada uno de los grupos según el aspecto del pelo. 7 41 186 221 103 Aspecto del pelo Muy malo (1) Malo (2) Regular (3) Bueno (4) Muy bueno (5)
Materiales y métodos 92 8 Uso principal: Se determinó el uso principal a que se destina cada animal. Las siguientes figuras esquematizan la distribución por uso principal y por grupos: 9 Tiempo de trabajo: Se estimó el número de horas de trabajo o ejercicio semanal y se clasificó en los siguientes grupos: 0, para los que se ejercitan menos de 3 horas; 1, de 3 a 4 horas; 2, de 5 a 6 horas; 3, de 7 a 8 horas; 4, de 9 a 10 horas; 5, de 11 a 12 horas; 6, de 13 a 14 horas y 7, más de 14 horas. El siguiente gráfico esquematiza los distintos grupos y la frecuencia: 342 102 37 33 Distribución por grupos de uso más importantes Paseo Salto Retirado Carrera 134 173 144 33 19 14 36 5 Grupos según tiempo de trabajo 0 1 2 3 4 5 6 7
Materiales y métodos 93 10 Intensidad de trabajo: Se determinó la intensidad del trabajo al que es sometido habitualmente cada animal, clasificando dicha intensidad como: Grupo 0: Intensidad mínima Grupo 1: Ejercicio diario de unos 30 minutos al paso y 30 de trote, galope o saltos. Grupo 2: Ejercicio diario de unos 60 minutos al paso y menos de 60 de trote, galope o saltos. Grupo 3: Ejercicio superior a los grupos anteriores. El siguiente gráfico resume los grupos de animales estudiados y la frecuencia: 11 Tiempo y horario de pastoreo: Aunque el uso de pastos en el área estudiada es excepcional, se evaluó el tiempo que el équido está en pastoreo así como las horas del día, estableciendo tres grupos. De los 73 équidos que pastoreaban, 16 animales (21,9%) lo hacían unas 10-12 horas durante la mañana y la tarde, 12 animales (16,4%) durante la mañana, hasta primeras horas de la tarde; y 45 (61,6%) por las tardes. El siguiente diagrama representa los grupos por horas de pastoreo y su frecuencia: 122 195 195 46 Grupos por intensidad de trabajo 0 1 2 3 16 12 45 Horas de pastoreo Mañana y tarde Mañana Tarde
Materiales y métodos 100 Figura 10. Ejemplo de ingredientes, maquinaria y almacén.
Materiales y métodos 101 17 Alimentación. Frecuencia de alimentación: La frecuencia de alimentación se consideró como el número de veces al día que se ofrecían alimentos a los animales, encontrando los siguientes datos: De los 558 équidos estudiados, 59 animales (10,6%) recibían una única toma de alimento al día, 404 animales (72,4%) recibían dos comidas al día, 94 équidos (16,8%) recibían 3 comidas al día y sólo un animal recibía 4 comidas al día. El siguiente diagrama representa la frecuencia de alimentación: 18 Programa de vacunación: El programa de vacunación se refiere al tétanos y la gripe; muy pocos caballos son vacunados contra la rinoneumonitis y se incluyen en el grupo 2, por llevar un programa de vacunación más estricto. Se establecieron los siguientes grupos: Grupo 0: Vacunación muy esporádica, sin programa estable. Grupo 1: Vacunación anual, con faltas esporádicas. Grupo 2: Vacunados al menos 1 vez al año. 59 404 94 1 Número de tomas diarias de alimento 1 2 3 4 150 324 84 Programa de vacunación 0 1 2
Materiales y métodos 102 19 Programa de desparasitación interna del caballo: La desparasitación interna o no del animal puede influir en la presencia de parásitos, particularmente a nivel digestivo y respiratorio, lo que puede ser causa directa de anemia en los individuos. Para éste estudio se consideraron cuatro grupos: Grupo 0: Desparasitados rara vez y con productos de escaso espectro de acción (ejemplos: Benzoimidazol, piperazina). Grupo 1: Desparasitados una vez al año con productos de escaso espectro. Grupo 2: Desparasitados una o dos veces al año alternando productos de escaso y amplio espectro, usando al menos 1 vez al año ivermectina. Grupo 3: Siguen un programa de desparasitación periódico y adecuado, de 3 ó más veces al año y, al menos cada dos años con moxidectina y/o praziquantel. De los 558 équidos incluidos en el presente estudio, sólo en un caso se detectó ausencia de programa de desparasitación (grupo 0), 291 animales (52,1%) se incluyeron en el grupo 1, 154 animales (27,6%) en el grupo 2 y 112 animales (20,1%) en el grupo 3. 1 291 154 112 Desparasitación interna, resultados por grupos Grupo 0 Grupo 1 Grupo 2 Grupo 3
Materialesymétodos 103 20Desparasitaciónexternadelcaballo:Seconsideranaquílosprogramasde desinsectación, respecto a la frecuencia de pulverización con productos anti‐ insectossobrelosanimales;ysehanclasificadocomo(0)losque nunca son tratados;(1)tratadosdeformaesporádicay(2)deformafrecuente,almenosuna vezalaño.Delos558équidosestudiados,374animales(67,02%)pertenecíanal grupo0,161animales(28,85%)algrupo1y23animales(4,12%)algrupo2.El siguientediagramareflejalosgruposysusfrecuencias: 21Mododedesinsectación: Se contempla aquí cómo es aplicada la pulverizaciónalosanimales.Delos184équidosquerecibíanunadesparasitación externa,103animales(56%)larecibíanenformadebañosolavados,mientras81 animales(44%)eransometidosadesinsectaciónenformapulverizaciónoaerosol. 374 161 23 Desparasitaciónexterna,resultadosporgrupos Nunca Esporádica Frecuente 374 103 81 Mododedesinsectación Ninguno Baño Aerosol
Materiales y métodos 104 Bloque 3: Factores dependientes del ambiente Este estudio ha incluido 139, el 28,78%, de las aproximadamente 550 explotaciones ecuestres que existen en Gran Canaria (datos obtenidos del Registro Canario de Identificación Animal “ZOOCAN” y la Consejería de Agricultura, Ganadería, Pesca y Aguas del Gobierno de Canarias), definidas como instalaciones que cuentan con 1 o más equinos alojados en ellas. 22 Distribución geográfica de las explotaciones/animales: Se incluyeron explotaciones y animales procedentes de los 21 municipios que componen la isla de Gran Canaria. Estos datos, municipio y localización de las explotaciones, fueron incluidos también en la encuesta epidemiológica. En la siguiente figura se representan los municipios, zonas y número de animales muestreados. Figura 11. Número de animales muestreados por municipio. Agaete (19) Costa (7) Medianía (12) Agüimes (3) Medianía (3) Artenara (4) Cumbre (4) Arucas (58) Costa (8) Medianía (50) Firgas (4) Medianía (4) Gáldar (15) Costa (3) Medianía (12) Guía (5) Medianía (5) Ingenio (9) Costa (7) Medianía (2) LPGC (29) Costa (8) Medianía (21) Mogán (37) Costa (37) Moya (4) Medianía (4) San Bartolomé de Tirajana (151) Costa (146) Medianía (5) San Mateo (10) Medianía (10) S. Nicolás de T. (2) Costa (1) Medianía (1) Sta. Brígida (71) Medianía (71) Sta. Lucía de T. (19) Costa (18) Medianía (1) Tejeda (2) Cumbre (2) Telde (97) Costa (78) Medianía (19) Teror (3) Medianía (3) Valleseco (4) Medianía (4) Valsequillo (12) Medianía (12)
Materiales y métodos 105 Algunas particularidades geográficas y climatológicas de la isla son las siguientes: Gran Canaria, isla perteneciente al archipiélago canario de origen volcánico, situada aproximadamente entre los paralelos 27º 44` y 28º 11` de latitud Norte y los meridianos 15º 22` y 15º 50` de longitud Oeste, posee un relieve montañoso que alcanza los 1.950 metros sobre el nivel del mar, una superficie de 1.532 km. cuadrados y un diámetro de 55 km de N a S y 50 km de E a O. La situación geográfica y el relieve, en combinación con los predominantes y húmedos vientos alisios y las corrientes marinas frías procedentes del Golfo de México, determinan sus característicos contrastes climáticos y las diversas zonas bioclimáticas. En general, la isla presenta un clima cálido, suave y sin contrastes térmicos bruscos, con unas temperaturas medias de 18º a 25º; aunque con diferencias térmicas entre las zonas costeras y las cumbres donde en 15-25 km se llega a alcanzar una altura de 1.900 m sobre el nivel del mar y temperaturas bajo cero; y en ocasiones seco y cálido cuando sopla el viento sahariano (siroco), que se adentra en la isla entre el S y el E. La siguiente figura representa el mapa climático de Gran Canaria. En la zona litoral predomina vegetación xerófila, en alturas medias y a barlovento aparece el bosque de laurel y el fayal-brezal (en la actualidad escasamente representados) y a sotavento el cardonal-tabaibal y, más arriba, los pinares como el de Tamadaba en el noroeste. La orografía también condiciona la red de comunicaciones y la distribución de la población humana, cuya mayoría está establecida en zonas costeras. Los núcleos de población no están emplazados junto al mar, sino en las laderas bajas, a excepción de las poblaciones turísticas. La mayor concentración humana se da en el municipio capitalino (Las Palmas de Gran Canaria) seguido por los municipios del sureste (Telde, S. Bartolomé de Tirajana, Sta. Lucía de Tirajana) y los del noroeste (Arucas, Guía, Gáldar).
Materiales y métodos 106 Figura 12. Mapa climático (Agencia Estatal de Meteorología). 17 120 166 50 4 195 6 Distribución por mapa climático 1: Desértico de costa Norte 2: Desértico de costa Este 3: Templado con verano seco y caluroso 4: Templado con verano seco y templado 5: Templado con verano seco y fresco 6: Desértico de costa Sur y Oeste 7: Estepario cálido
Materiales y métodos 107 Figura 13. Ejemplo de modelos climáticos donde se ubican las explotaciones.
Materiales y métodos 108 23 Superficie total de la explotación: También se contempla la superficie total de las explotaciones. De los 558 individuos, 40 se concentraban en 29 explotaciones de hasta 500 m2, 17 en 15 explotaciones de entre 500 y 1.000 m2, 264 en 55 explotaciones de entre 1.000 y 5.000 m2, 121 en 29 explotaciones de entre 5.000 y 20.000 m2 y 116 en 11 explotaciones de más de 20.000 m2. 24 Superficie total permitida para los caballos: Por otra parte se incluye la superficie de las instalaciones donde los animales permanecían la mayor parte del tiempo, como cuadras, pistas y potreros. De los 558 individuos, 188 estaban en 83 explotaciones de hasta 500 m2, 152 en 30 explotaciones de entre 500 y 1.000 m2, 145 en 13 explotaciones de entre 1.000 y 2.000 m2 y 73 en 13 explotaciones de más de 2.000 m2. 40 17 264 121 116 Superficie total de la explotación Hasta 500 m2 > de 500 a 1.000 > de 1.000 a 5.000 > de 5.000 a 20.000 > de 20.000 188 152 145 73 Superficie usada por los caballos Hasta 500 m2 > de 500 a 1.000 > de 1.000 a 2.000 > de 2.000
Materiales y métodos 109 25 Distribución por altitud geográfica: Se han incluido aquí los datos de la altitud sobre el nivel del mar, agrupados por cada 100 metros de altitud. De los 558 équidos estudiados, 231 (41,4%) residían entre 0 y 100 metros de altitud; 97 équidos (17,4%) entre 100 y 200 metros, 81 (14,5%) entre 200 y 300 metros; 84 (15%) entre 300 y 400 metros, 26 (4,7%) entre 400 y 500 metros y 17 (3,0%) entre 500 y 600 metros. Los restantes 22 caballos (3,9%) residían en altitudes superiores a los 600 metros. El siguiente diagrama refleja las distintas zonas y frecuencias. 26 Zona bioclimática: Se ha considerado la zona bioclimática teniendo en cuenta la altitud sobre el nivel del mar. Así, se han clasificado en: Costa (de 0 a 200m), Medianías (de 200 a 1000 m) y Cumbre (> 1.000 m). Según la altitud se distinguen tres zonas bioclimáticas y agrícolas diferentes: — La zona de Costa (de 0 a 200 m de altitud), representa el 33,5% de la superficie total de la isla y donde se localiza el 58,8% de la población equina muestreada. Se cultiva principalmente plátano y tomate, y en menor medida papaya, naranjos, cafetales y otros. La zona costera septentrional es la más fértil debido a los suelos lávicos y al mayor índice de precipitaciones. — La zona de Medianías (de 200 a 1000 m), ocupa el 52% de la superficie insular y acoge al 40,1% de la población equina muestreada. Se cultivan sobre todo frutales, hortalizas y cereales de secano. También existen diferencias climatológicas importantes entre las vertientes septentrional y meridional. 231 97 81 84 26 17 3 10 2 4 Distribución por altitud geográfica 0-100 m 100-200 m 200-300 m 300-400 m 400-500 m 500-600 m 600-700 m 700-800 m
Materiales y métodos 116 34 Tipo de potrero: Con la finalidad de determinar la importancia de la actividad de los animales y su bienestar, se incluyó en la encuesta el uso de potreros donde podían ejercitarse, considerando los tipos de potreros como corrales amplios de tierra o arena, picadero redondo, corral con algo de hierba, amplia superficie de pasto y los que no disponían de potrero. De los 558 équidos estudiados, 442 animales (79,2%) disponían de potreros en corrales de tierra, 82 (14,7%) en picadero redondo, 4 (0,7%) en pastos, 3 (0,5%) en corral con hierba y 27 (4,8%) no disponían de potrero. El siguiente diagrama esquematiza los tipos de potreros y sus frecuencias: 0 50 100 150 200 250 Pequeñas Medianas Grandes Muy grandes 48 213 221 76 Distribución por tamaño de fuente de agua (metros) 442 82 4 3 27 Tipo de potrero Corrales de tierra Picadero redondo Corral de hierba En pastos Sin potrero
Materialesymétodos 117 Figura15.Ejemplodetiposdepotrerodelasexplotacionesmuestreadas. 35Tipodeestablo:Seestudióeltipodeconstrucciónquecaracterizabala explotación ganadera que aloja el/los equinos; concretamente sedeterminóel materialconqueestabanconstruidaslasparedesdelestablo,de forma que se distribuyóentrelademadera(1),depiedraoencueva(2)ydeobra(3). Delos558équidosestudiados,54animales(9,7%)sealojabanenestablosde paredesdemadera,32animales(5,7%)enestablosencuevasoconparedesde piedray472(84,6%)enestablosconstruidosconladrillosobloques(deobra).El siguientediagramarepresentalostiposdeestablosincluidosenelestudioysus frecuencias: 54 32 472 Tipodeestablo Madera Cuevas Ladrillo
Materiales y métodos 118 Figura 16. Ejemplo de calidad ambiental y de aislamiento en establos de madera. 36 Calidad ambiental del establo: Se valoró la calidad ambiental en función de la limpieza y ventilación del establo, considerando también la presencia o ausencia de olor amoniacal y la sensación térmica; y se clasificaron los datos como de ambiente de mala calidad (1), de calidad media (2) y de buena calidad (3). De los 558 équidos estudiados, 110 animales (19,7%) se alojaban en establos con ambiente desaconsejables o inaceptables, 197 animales (35,3%) en establos con ambiente medianamente aceptable y 251 (45,0%) en establos ambientalmente adecuados. Los tipos de ambiente de los establos incluidos en el estudio y sus frecuencias se representan en el siguiente diagrama: 110 197 251 Calidad ambiental del establo Mala Media Buena
Materiales y métodos 119 Figura 17. Ejemplo de calidad ambiental y de aislamiento en establos en cueva. 37 Aislamiento del establo: Las variables consideradas para la inclusión en las diferentes categorías dependieron de la capacidad de aislamiento del exterior del techo y paredes del establo. Los datos se clasificaron como (1) con poco aislamiento (techos de fibrocemento o chapa galvanizada y paredes con grandes aberturas), (2) con mejor aislamiento de paredes y techos, (3) con cerramientos en buen estado y bien aislados y (4) con buen aislamiento y además telas mosquiteras bien dispuestas. De los 558 équidos estudiados, 167 animales (29,9%) se alojaban en establos considerados con mal aislamiento, 213 animales (38,2%) en establos medianamente aislados, 150 animales (26,9%) en establos con buen aislamiento y 28 (5,0%) bien aislados y con mosquiteras. Los tipos de ambiente de los establos incluidos en el estudio y sus frecuencias se representan en el siguiente diagrama: 167 213 150 28 Aislamiento del establo Mal aislado Regular Bien aislado Bien y mosquiteras
Materiales y métodos 120 Figura 18. Ejemplo de calidad ambiental y aislamiento en establos de obra. 38 Uso de desinfectantes en establos y graneros: En la encuesta se incluyó ésta variable con el fin de determinar la importancia de las actividades de desinfección de los establos y graneros; así, los datos fueron agrupados en las categorías (0) si se realiza de forma muy esporádica o no se hace, (1) si se realiza al menos una 1 vez al año y (2) cuando se realiza al menos dos veces al año o de forma programada. Los más utilizados con diferencia son los compuestos fenólicos principalmente Zotal G® y Zotal XXI® y también el hipoclorito sódico. De los 558 équidos estudiados, 43 animales (7,7%) pertenecían al grupo 0, 318 animales (57%) pertenecían al grupo 1 y 197 (35,3%) pertenecían al grupo 2. El siguiente diagrama ilustra los grupos y sus frecuencias: 39 Uso de insecticidas en establos y graneros: Los insecticidas de uso común en las explotaciones muestreadas son los piretroides como la cipermetrina, la permetrina o la tetrametrina, con menor frecuencia se utilizan los 43 318 197 Uso de desinfectantes en establos y graneros No, esporádica Anual Semestral
Materiales y métodos 121 organofosforados como el diazinón o el malatión; muchas veces con sinérgicos como butóxido de piperonilo o neopinamin. No se contempla el uso de sistemas atrapamoscas. De los 558 équidos estudiados, 323 animales (57,8%) se alojaban en establos en los que nunca se realizaba pulverización con insecticidas, 173 animales (31%) en establos con desinsectación esporádica y 62 (11,2%) en establos con desinsectación frecuente. Las variables fueron: 0 Nunca; 1 Esporádica; 2 Frecuente. El siguiente diagrama esquematiza los grupos y las frecuencias: 40 Tipo de camas: El tipo de cama utilizada puede ser un factor que afecte a la salud de los animales, fundamentalmente desde el punto de vista de la higiene de la explotación. Se clasificaron en las categorías (1) si no disponían de camas adecuadas, generalmente sobre tierra, (2) con suficiente cama de paja o similar y (3) si utilizaban suficiente cama de virutas de madera, combinada o no con paja. De los 558 équidos estudiados, 76 animales (13,6%) disponían de cama de tierra, 65 animales (11,6%) con cama de paja o similar y el resto, 417 (74,7%) con camas de viruta de madera. El siguiente diagrama esquematiza los grupos y sus frecuencias: 323 173 62 Uso de insecticidas en establos y graneros Nunca Esporádica Frecuente 76 65 417 Tipo de camas Tierra Paja o similar Viruta/Paja
Materiales y métodos 122 Figura 19. Ejemplo de almacenamiento de viruta para camas. 41 Frecuencia de limpieza y cambio de camas: Se valoró la frecuencia de limpieza y cambio de camas, también como indicativo del nivel higiénico de la explotación y se agrupó a los individuos en las categorías (1) cuando la limpieza o cambio de cama es poco frecuente, menos de 2 veces por semana, (2) si se realiza de 2 a 6 veces por semana y (3) si se realiza con adecuada frecuencia, de 1 a 2 veces al día. De los 558 équidos estudiados, 201 animales (36,0%) se alojaban en explotaciones con cambio de cama poco frecuente, 201 animales (36,0%) con cambio de cama medianamente frecuente y 156 (28,0%) con cambio muy frecuente. El siguiente diagrama esquematiza los distintos grupos y sus frecuencias: 201 201 156 Limpieza de camas Poco frecuente Frecuente Muy frecuente
Materiales y métodos 123 3.5 Análisis estadístico de los resultados Para el análisis estadístico se utilizó el paquete informático SPSS para Mac. Se realizó un análisis de estadística descriptiva para cada uno de los parámetros estudiados y se presenta los resultados de la media, la desviación estándar, el máximo, el mínimo y el número “n” de muestras o animales estudiados. Para el estudio estadístico comparativo se realizó un Análisis de la Varianza (ANOVA) y se utilizó para contraste de hipótesis la prueba Tukey, Scheffé y Bonferroni.
4. Resultados
Resultados 132 4.2.3. Resultados del patrón de rasgos morfológicos (VCM-CMHC) Tabla 14. Prevalencia de la anemia clasificada por gravedad, tamaño de los eritrocitos y su contenido de hemoglobina. Tipo de anemia Leve (Hcto: 30-33) Moderada (Hcto: 20-29) Grave (Hcto: 13-19) Total Normocítica (VCM: 37-59) 25,09 16,49 0,36 41,94 Normocrómica (CMHC: 31-40) Normocítica (VCM: 37-59) 1,79 1,25 0,00 3,05 Hipocrómica (CMHC: <31) Macrocítica (VCM: >59) 0,00 0,00 0,00 0,00 Normocrómica (CMHC: 31-40) Microcítica (VCM: <37) 2,69 3,41 0,00 6,09 Normocrómica (CMHC 31-40) Total 29,57 21,15 0,36 51,08 Valores expresados como porcentaje de las 558 muestras 4.2.4. Resultados de fibrinógeno > 300 mg/L: 74 de 556 (13,3%), 46 tienen anemia (62,2%) > 400 mg/L: 12 de 556 (2,1%), 8 tienen anemia (66,6%) 4.2.5. Resultados de aglutinación Positivos 34 de 558 (6,1%), 29 tienen un hematocrito ≤ 33% anemia (85,3%). 4.2.6. Resultados de plaquetas Válidos 445: 54 con <100 x 103 plaquetas/μL; (12,1%); 26 con anemia (48,1%)
Resultados 133 4.3. Estudio del hematocrito según las variables estudiadas Bloque 1: Factores dependientes del individuo 4.3.1. Distribución del hematocrito por especie y temperamento racial Tabla 15. Distribución del hematocrito por especie y temperamento racial. Especie / temp. racial Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N SC 35,77 5,17 0,45 34,87 36,68 24,50 50,80 128 MS 33,62 4,73 0,25 33,11 34,13 20,00 49,00 333 SF 34,31 5,63 1,99 29,59 39,02 27,00 45,00 8 PONIS 32,81 5,24 0,80 31,17 34,44 24,00 43,00 42 ASNOS 29,88 6,09 0,90 28,05 31,71 18,00 46,00 45 MULAS 37,00 4,24 3,00 -1,11 75,11 34,00 40,00 2 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni MS SF PONI ASNOS MULAS SC 0,001* 0,005* 0,001* 0,967 0,986 1,000 0,012* 0,051 0,014* 0,000* 0,000* 0,000* 0,999 1,000 1,000 MS - 0,999 1,000 1,000 0,921 0,964 1,000 0,000* 0,001* 0,000* 0,933 0,970 1,000 SF 0,971 0,988 1,000 0,194 0,381 0,324 0,984 0,993 1,000 PONI 0,072 0,193 0,100 0,858 0,931 1,000 ASNOS 0,363 0,569 0,747 * Diferencias estadísticamente significativas Tabla 16. Prevalencia de la anemia según su gravedad. Grado de anemia SC (n=128) MS (n=333) SF (n=8) PONIS (n=42) ASNOS (n=45) N Preval. N Preval. N Preval. N Preval. N Preval. Leve 33 25,8% 110 33,0% 1 12,5% 14 33,3% 7 15,6% Moderada 13 10,2% 67 20,1% 2 25,0% 12 28,6% 24 53,3% Grave 0 0,0% 0 0,0% 0 0,0% 0 0,0% 2 4,4% Muy grave 0 0,0% 0 0,0% 0 0,0% 0 0,0% 0 0,0% Totales: 46 35,9% 177 53,2% 3 37,5% 26 61,9% 33 73,3%
Resultados 134 4.3.2. Distribución del hematocrito por grupo de edad Tabla 17. Distribución del hematocrito por grupo de edad. Edad Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N Potros (<2años) 30,72 7,04 1,40 27,81 33,62 18 44,00 25 Adultos (2-20 años) 34,01 5,07 0,22 33,57 34,46 21 51,80 508 Viejos (>20 años) 31,91 4,53 0,90 30,03 33,78 24 41,70 25 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni Adultos (2-20 años) Viejos (>20 años) Potros (<2años) 0,005* 0,008* 0,006* 0,693 0,716 1,000 Adultos (2-20 años) - 0,114 0,138 0,140 * Diferencias estadísticamente significativas 4.3.3. Distribución del hematocrito por género Tabla 18. Distribución del hematocrito por género. Género Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N Castrados 33,23 4,56 0,31 -0,128 0,448 23 46 210 Enteros 34,54 5,99 0,58 -0,409 -0,099 20 47 105 Hembras 33,91 5,33 0,34 0,502 0,265 18 51 243 ANOVA: No existen diferencias estadísticamente significativas. 4.3.4. Distribución del hematocrito por grupos de capa Tabla 19. Distribución del hematocrito por grupos de capa. Grupo de capa Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N Capas claras 34,34 5,43 0,45 33,44 35,25 18 49 142 Capas oscuras 33,57 5,12 0,25 33,08 34,07 18 51 416 ANOVA: No existen diferencias estadísticamente significativas
Resultados 135 Bloque 2: Factores dependientes del manejo 4.3.5. Distribución del hematocrito por condición corporal Tabla 20. Distribución del hematocrito por condición corporal. Condición corporal Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N 2 29,74 4,90 1,06 27,51 31,97 18 37,50 21 3 30,98 5,34 0,53 29,86 32,10 18 50,80 90 4 33,59 5,28 0,38 32,82 34,35 23 47 187 5 35,40 4,78 0,36 34,68 36,13 25 49 168 6 34,73 3,92 0,42 33,88 35,58 25 45,60 84 7 35,87 5,22 1,84 31,50 40,24 27 42 8 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni 3 4 5 6 7 2 0,906 0,956 1,000 0,010* 0,045* 0,012* 0,000* 0,000* 0,000* 0,001* 0,005* 0,001* 0,035* 0,115 0,045* 3 - 0,001* 0,005* 0,001* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,081 0,209 0,114 4 - - 0,008* 0,037* 0,009* 0,492 0,685 1,000 0,796 0,897 1,000 5 - - - 0,912 0,959 1,000 1,000 1,000 1,000 6 - - - - 0,989 0,996 1,000 * Diferencias estadísticamente significativas
Resultados 136 4.3.6. Distribución del hematocrito por aspecto del pelo Tabla 21. Distribución del hematocrito por aspecto del pelo. Aspecto del pelo Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N Muy mal aspecto 31,42 3,69 1,39 28,01 34,84 27 37 7 Mal aspecto 30,16 5,02 0,78 28,58 31,75 18 39 41 Regular 31,93 5,21 0,38 31,18 32,69 18 50,8 186 Bueno 35,00 4,81 0,32 34,36 35,64 23 49 221 Muy Bueno 36,06 4,22 0,41 35,23 36,88 27 47 103 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni Mal aspecto Normal Bueno Muy Bueno Muy mal aspecto 0,969 0,982 0,999 0,999 0,309 0,452 0,105 0,203 Mal aspecto - 0,216 0,348 0,351 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* Normal - - 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* Bueno - - - 0,359 0,504 0,693 * Diferencias estadísticamente significativas 4.3.7. Distribución del hematocrito por uso principal Tabla 22. Distribución del hematocrito por utilidad (sólo las más frecuentes). Utilidad Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N Paseo 32,83 4,74 0,25 32,32 33,33 18 47 342 Salto 34,79 4,75 0,47 33,85 35,72 26 51 102 Retirado 32,28 6,65 1,09 30,17 34,60 20,5 46 37 Carrera 39,24 4,20 0,73 37,75 40,73 30 47 33 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Salto Retirado Carrera Paseo 0,018* 1,000 0,000* Salto - 0,272 0,000* Retirado - 0,000* * Diferencias estadísticamente significativas
Resultados 137 4.3.8. Distribución del hematocrito por tiempo de trabajo Tabla 23. Distribución del hematocrito por tiempo de trabajo. Tiempo de trabajo Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N < 3 horas 31,89 5,56 0,48 30,94 32,84 18,00 46,60 134 3-4 horas 34,00 5,10 0,38 33,23 34,76 20,00 49,00 173 5-6 horas 34,80 4,71 0,39 34,03 35,58 23,00 49,00 144 7-8 horas 36,32 5,73 0,99 34,29 38,35 26,00 50,80 33 9-10 horas 34,31 4,34 0,99 32,22 36,41 27,00 43,00 19 11-12 horas 33,23 3,92 1,04 30,97 35,49 28,70 41,40 14 13-14 horas 32,88 4,58 0,76 31,33 34,43 25,00 43,00 36 > 14 horas 35,84 4,93 2,20 29,71 41,96 28,60 40,60 5 Total 33,77 5,20 0,22 33,34 34,21 18,00 50,80 558 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni 3-4 h. 5-6 h. 7-8 h. 9-10 h. 11-12 h. 13-14 h. > 14 h. < 3 horas 0,008* 0,077 0,010* 0,000* 0,002* 0,000* 0,000* 0,006* 0,000* 0,524 0,806 1,000 0,982 0,997 1,000 0,969 0,994 1,000 0,685 0,894 1,000 3-4 horas - 0,852 0,960 1,000 0,240 0,564 0,459 1,000 1,000 1,000 0,999 1,000 1,000 0,932 0,984 1,000 0,993 0,999 1,000 5-6 horas - - 0,783 0,935 1,000 1,000 1,000 1,000 0,955 0,990 1,000 0,460 0,764 1,000 1,000 1,000 1,000 7-8 horas - - - 0,870 0,966 1,000 0,548 0,821 1,000 0,095 0,344 0,144 1,000 1,000 1,000 9-10 horas - - - - 0,999 1,000 1,000 0,975 0,995 1,000 0,999 1,000 1,000 11-12 horas - - - - - 1,000 1,000 1,000 0,977 0,995 1,000 13-14 horas - - - - - - 0,926 0,983 1,000 * Diferencias estadísticamente significativas
Resultados 138 4.3.9. Distribución del hematocrito por intensidad del trabajo Tabla 24. Distribución del hematocrito por intensidad del trabajo. Intensidad de trabajo Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N Nada 31,97 5,61 0,50 30,97 32,98 18 46,6 122 Mínimo 33,54 4,68 0,33 32,88 34,20 20 49 195 Normal 34,72 5,26 0,37 33,97 35,46 23 47 195 Alto 35,53 4,58 0,67 34,17 36,89 28 47 46 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni Mínimo Normal Alto Nada 0,040* 0,070 0,048* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,001* 0,000* Mínimo - 0,105 0,160 0,139 0,081 0,129 0,104 Normal - - 0,761 0,811 1,000 * Diferencias estadísticamente significativas 4.3.10. Distribución del hematocrito por tiempo y horario de pastoreo Tabla 25. Distribución del hematocrito por tiempo y horario de pastoreo. Horario de pastoreo Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N 0 33,65 5,20 0,23 33,18 34,11 18 50,80 485 1 36,77 5,71 1,42 33,73 39,82 27 46,60 16 2 34,83 4,53 1,30 31,95 37,71 28 44 12 3 33,78 5,05 0,75 32,26 35,30 24 47 45 ANOVA: No existen diferencias estadísticamente significativas
Resultados 139 4.3.11. Distribución del hematocrito por horario de estabulación Tabla 26. Distribución del hematocrito por horario de estabulación. Horario de estabulación Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N 0 Estab. libre 34,06 4,98 0,76 32,53 35,59 24 46 43 1 < 14 h/día. 32,64 5,51 0,41 31,82 33,47 18 46,60 174 2 14-18 h/día. 34,84 5,32 0,69 33,45 36,23 24 50,80 59 3 > 20 h/día. 34,20 4,92 0,29 33,63 34,78 20 49 282 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni 1 2 3 0 0,371 0,457 0,642 0,875 0,904 1,000 0,998 0,999 1,000 1 0,025* 0,047* 0,029* 0,010* 0,020* 0,011* 2 0,825 0,863 1,000 * Diferencias estadísticamente significativas 4.3.12. Distribución del hematocrito por horario en potrero Tabla 27. Distribución del hematocrito por horario en potrero. Horario en potrero Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N 0 Sin potrero 34,31 4,83 0,29 33,74 34,88 24 49 278 1 Mañanas 32,36 5,49 0,42 31,53 33,19 18 50,80 169 2 Tardes 34,33 5,13 0,55 33,23 35,43 20 44,00 86 24 Estab. libre 35,43 5,78 1,15 33,04 37,81 24 46 25 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni 1 2 24 0 0,001* 0,002* 0,001* 1,000 1,000 1,000 0,725 0,781 1,000 1 0,020* 0,039* 0,023* 0,028* 0,052 0,033* 2 0,784 0,830 1,000 * Diferencias estadísticamente significativas
Resultados 140 4.3.13. Distribución del hematocrito según el tipo de pastos Tabla 28. Distribución del hematocrito según el tipo de pastos. Tipo de pastos Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N No pastorean 33,65 5,20 0,23 33,18 34,11 18 51 485 Baja calidad 34,48 5,15 0,79 32,87 36,09 24 46 42 Calidad media 34,78 5,32 0,95 32,83 36,73 24 47 31 ANOVA: No existen diferencias estadísticamente significativas 4.3.14. Distribución del hematocrito por relación forraje/concentrado de la dieta Tabla 29. Distribución del hematocrito por relación forraje/concentrado de la dieta. Relación forraje/Conc Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N Desequilibrado 32,44 5,50 0,50 31,44 33,44 18 51 119 Normal 33,71 5,17 0,32 33,07 34,36 20 49 251 Bien 34,70 4,89 0,35 33,99 35,40 24 49 188 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni Normal Bien Desequilibrado 0,068 0,085 0,080 0,001* 0,001* 0,001* Normal - 0,118 0,142 0,145 * Diferencias estadísticamente significativas
Resultados 141 4.3.15. Distribución del hematocrito por calidad de la dieta Tabla 30. Distribución del hematocrito por calidad de la dieta. Calidad de la dieta Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N Mala 31,26 5,42 0,48 30,30 32,22 18 51 126 Normal 34,61 5,24 0,33 33,94 35,27 23 49 242 Buena 34,38 4,46 0,32 33,74 35,02 24 46 190 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni Normal Buena Mala 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* Normal - 0,883 0,893 1,000 * Diferencias estadísticamente significativas 4.3.16. Distribución del hematocrito por frecuencia de alimentación Tabla 31. Distribución del hematocrito por frecuencia de alimentación. Frecuencia de alimentación Hcto Media (%) Desv. Típ. Error típico media Límite inferior Límite superior Mínimo Máximo N 1 vez al día 30,94 5,80 0,75 29,42 32,45 18 46,6 59 2 veces al día 33,99 5,15 0,25 33,49 34,49 20 50,80 404 3 veces al día 34,61 4,49 0,46 33,69 25,52 25 45,6 95 ANOVA: Sí existen diferencias estadísticamente significativas (ver tabla siguiente de contraste de hipótesis) Tukey Scheffé Bonferroni 2 veces 3 veces 1 vez 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 0,000* 2 veces - 0,541 0,572 0,873 * Diferencias estadísticamente significativas