Efecto de los polimorfismos de longitud del gen del receptor de andrógenos (CAG)N y (GGN)N sobre la osteoporosis

UNIVERSIDAD DE LAS PALMAS DE GRAN CANARIA FACULTAD DE CIENCIAS DE LA SALUD DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR, FISIOLOGÍA, GENÉTICA E INMUNOLOGÍA PROGRAMA DE DOCTORADO CÁNCER: BIOLOGÍA Y CLÍNICA EFECTO DE LOS POLIMORFISMOS DE LONGITUD DEL GEN DEL RECEPTOR DE ANDRÓGENOS (CAG)N Y (GGN)N SOBRE LA OSTEOPOROSIS TESIS DOCTORAL PRESENTADA POR ALBERTO PURRIÑOS GONZÁLEZ. CODIRIGIDA POR EL DR. BONIFACIO NICOLÁS DÍAZ CHICO, EL DR. PEDRO SAAVEDRA SANTANA Y EL DR. MANUEL SOSA HENRÍQUEZ Las Palmas de Gran Canaria, Noviembre de 2015 A Mari Carmen, por su presencia, continuo aliento y enorme apoyo . A Cristina por su gran alegría y estímulo en estas aventuras de la vida . A ambas por su amor y cuidado. V Agradecimientos Transcurrido este tiempo de total entrega y gran esfuerzo para materializar esta obra, debo reconocer que no habría sido posible sin la colaboración de unos y las aportaciones de otros. Siendo un periodo duro, se torna más exigente, si cabe, cuanto más próxima está la consecución. En todo este periplo he ido percibiendo de muchas personas de mi entorno la respuesta a mi escasa presencia unas veces o la total ausencia en otras. Sin embargo reconozco que lo mínimo que he sentido ha sido respeto a mi decisión de embarcarme en este proyecto o aventura, como se quiera entender. En muchas ocasiones he recibido aliento y en algunas hasta palabras de admiración por lo conseguido, pero afortunadamente lo que más ha abundado ha sido el cariño. Quiero con estas palabras mostrar a todos los que han aportado algo a este proyecto, que además ha sido desinteresadamente, mi gratitud. De forma especial e individualizada quiero agradecer profundamente a mis codirectores haber aceptado la aventura y haberla mantenido por buen rumbo. A mi director principal, el doctor Bonifacio Nicolás Díaz Chico, Nico, quiero transmitirle el enorme orgullo y placer que ha supuesto para mí ser nuevamente tutelado por él. Su enorme sabiduría y gran humanidad hacen que todo parezca próximo y sencillo. Sin sus aportaciones hoy esta tesis no sería realidad. A mi codirector, el doctor Pedro Saavedra Santana, quiero agradecerle todos sus esfuerzos, su ocupación y preocupación por nuestro trabajo y sus valiosísimas innovaciones. Debo decir que cuenta además de mi agradecimiento, con mi admiración por su gran capacidad. A mí también codirector, el doctor Manuel Sosa Henríquez, por su orientación e impulso desde el inicio, Su apoyo y aliento ha supuesto un estímulo continuado. Su orientación y entusiasmo ha hecho superar los inconvenientes encontrados. VI Al doctor Francisco Germán González Rodríguez quiero agradecer la imprescindible y generosa aportación de su amplio conocimiento en el campo del estudio genético para hacer posible este trabajo. A Blanca Pilar Díaz Viera, “Pili”, quiero expresarle mi más profunda gratitud por su aportación a esta tesis y por haber estado siempre presente transmitiendo la serenidad y seguridad, que irradia, además de su valiosa ayuda para salvar más de una vicisitud, cuando fue precisa. A mis dos principales apoyos y estímulos, Mari Carmen y Cristina, quienes han sido las principales víctimas y, al tiempo, colaboradoras incansables. Su estímulo en momentos de desaliento y su participación directa, haciendo verdaderos sacrificios, en ocasiones, ha hecho posible conseguirlo. A mis compañeros del servicio de urgencias, por su comprensión y sacrificio, al asumir parte de mi trabajo. Por mostrarme su cariño y respeto en todo momento. En especial quiero agradecer a algunos haber aportado sus consejos y sugerencias y hasta sus experiencias y conocimientos recientes con ánimo de ayudarme en los trámites engorrosos. Mi agradecimiento también lo tienen Noemi Vega Rodríguez, José Sarmiento Santana y Néstor Rocha Sánchez, personal de la Unidad Metabólica Ósea, por su participación durante el proceso de toma de muestras, recogida de datos, etc. Quiero agradecer a Juan Pablo Jiménez Jiménez por su aportación con el diseño de la portada de esta tesis, con gran inspiración y mejor resultado. Finalmente, quiero recoger a todos aquellos, que suelen considerarse anónimos u olvidados, pero que para mí no lo son. Todos los que han aportado algo a este proyecto y a sus circunstancias pueden saber que cuentan con mi gratitud. ÍNDICE XIV Figura 13. Familia de los receptores hormonales y su actividad en hueso 77 Figura 14. Efectos de los estrógenos y de los andrógenos en la remodelación ósea 78 Figura 15. Esquema de las acciones de las hormonas sexuales en hueso derivadas de modelos de ratón 79 Figura 16. Efecto de la castración sobre la acumulación de hueso perióstico en la rata 81 Figura 17. Cambios en la densidad mineral ósea y niveles de andrógenos en hombres y mujeres 83 Figura 18. Factores de diferenciación celular ósea distintos de las hormonas sexuales 85 Figura 19. Radiografía lateral de columna dorsal y lumbar mostrando varias fracturas vertebrales 100 Figura 20. Distribución de las repeticiones (CAG)n y (GGN)n según sexos 120 Figura 21. Modelos aditivos para los marcadores DXA en mujeres según edad, índice de masa corporal y media ponderada de las repeticiones (CAG)n 133 Figura 22.1. Modelo aditivo para la DXA en la zona lumbar (L2-L4) 136 Figura 22.2. Modelo aditivo para la DXA en el total de cadera 137 Figura 22.3. Modelo aditivo para la DXA en el trocánter 138 Figura 22.4. Modelo aditivo para la DXA en el intertrocánter 139 Figura 22.5. Diagnosis de los modelos aditivos 140 Figura 23.1. Correlaciones de Spearman entre las repeticiones (CAG)n y los marcadores DXA y QUS en hombres 141 XV Figura 23.2.Correlaciones de Spearman entre las repeticiones (GGN)n y los marcadores DXA y QUS en hombres 142 Figura 24 .Modelos aditivos para los marcadores DXA en mujeres postmenopáusicas según edad, índice de masa corporal y media ponderada de las repeticiones (CAG)n 147 Figura 25.1Modelo aditivo para la DXA en el L2-L4 (mujeres postmenopáusicas) 148 Figura 25.2. Modelo aditivo para la DXA en el total de cadera (mujeres postmenopáusicas) 149 Figura 25.3Modelo aditivo para la DXA en trocánter (mujeres postmenopáusicas) 150 Figura 25.4.Modelo aditivo para la DXA en el intertrocánter (mujeres postmenopáusicas) 151 Figura 25.5.Diagnosis de los modelos aditivos (mujeres postmenopáusicas) 152 Figura 26.1. Modelo logístico aditivo para la osteoporosis 155 Figura 26.2.Efecto de las repeticiones (CAG)n sobre la probabilidad de osteoporosis 156 149 XVI A Androstenediona ABP Proteína ligadora de andrógenos ADN Acido Desoxiribonucléico AF-1 dominio N-terminal AF-2 Dominio de unión con el ligando AR Receptor de andrógeno AREs Elementos de respuesta a andrógenos ARKO Ratones a los que se ha suprimido el gen AR ARNm Ácido Ribonucléico mensajero BA Atenuación de la banda de energía BMI (del inglés) Body mass index BMP Proteínas morfogenéticas del hueso BUA La atenuación de la onda de ultrasonidos (CAG)n Microsatelite poliglutamida CaMK Calmodulin kinasa cAMP Adenosín monofosfato cíclico Índice de abreviaturas CT cáncer de testículo CTX telopéptido carboxiterminal del colágeno I Curva ROC Característica operativa del receptor CV Salud cardiovascular DALYs (del inglés) Disability adjusted life years DBD Dominio central de unión con ADN DE Desviación estándar DHEA Dehidroepiandrosterona DHEA-S DHEA sulfatada DHT Dihidrotestosterona DMO Densidad mineral ósea DXA Absorciometría por rayos X con doble nivel de energía X E1 Estrona E2 Estradiol ECOSAP Estudio de ecografía en atención primaria XVII EPOS: (del inglés) European Prospective Osteoporotic Study ER Receptor de estrógenos EVOS (del inglés) European Vertebral Osteoporotic Study FATR-5b Fosfatasa ácida tartratoresistente 5b FGF factor de crecimiento de fibroblastos FRAX Modelo predictor de riesgo de fracturas FSH Hormona foliculoestimulante (GGN)n Microsatélite poliglicina GH Hormona hipofisaria GH-IGF1 Eje Hormona de crecimiento – Factor de crecimiento insulínico tipo 1 GM-CSF Factor estimulador de colonias de macrófagos gp130 Glicoproteina 130 GR Receptor de glucocorticoides GSK Glucógeno sintetasa kinasa HD Región bisagra HDL-c Lipoproteína de alta densidad cíclica IC Intervalo de Confianza IGF-1 Factor de crecimiento insulínico tipo 1 IGFs Factor de crecimiento insulínico IL-1 Interleucina-1 IL-6 Interleucina-6 IMC Índice de Masa Corporal IOF (del inglés) International Osteoporosis Foundation IQR Rangos intercuartílicos ISCD Sociedad Internacional de Densitometría Clínica LBD Dominio de unión con el ligando lCAG Repeticiones largas del CAG LDB Dominio de unión al ligando LDL Lipoproteína de baja densidad LDL-c LDL colesterol lGGN Repeticiones largas del GGN LRP5 Receptor LDL LRP6 Correceptor LDL LH Hormona luteinizante M-CSF Factor de estimulación de colonias de macrófagos XVIII MITF Factor de transcripción asociado con microftalmia MR Receptor de Mineralocorticoides NFATc1 Factor nuclear de células T activadas NFkB Nuclear factor κB NHANES III (del inglés) Third National Health and Nutrition Examination Survey NIH (del inglés) National Institute Health NLD Dominio de localización nuclear NRC4 Subfamilia de receptores nucleares 3, grupo C, miembro 4 NTX (del inglés) N-terminal telopeptide OB Osteoblastos OC Osteoclastos OMS Organización Mundial de la Salud OP Osteoporosis OPG Osteoprogeterina OSCAR Receptor asociado al osteoclasto OR Odds Ratio ORA (del inglés) Osteoporosis risk assessment OSIRIS (del inglés) Osteoporosis Index of Risk OST (del inglés) Osteoporosis selfassessment tool PCR Kit para la extracción del ADN PDGF Factor de crecimiento derivado de plaquetas PGE2 Prostaglandina 2 PICP péptido C-terminal del procolágeno tipo 1 PINP propéptido N-terminal del colágeno tipo 1 PLCy Fosfolipasa C PR Receptor de Progesterona PTH Hormona Paratiroidea PTHrP Proteína relacionada con la hormona paratiroidea QUALYs (del ingles) Quality-adjusted life years QUI El índice cuantitativo ultrasonográfico QUS Ultrasonografía cuantitativa RANK Activador del receptor del factor nuclear kappa B XIX RANKL Ligando de RANK RhoA (del inglés) Ras homolog gene family, member A RM Resonancia magnética RR Riesgo relativo sCAG Repeticiones cortas del CAG SCORE (del inglés) Simple Calculated Risk Estimation sGGN Repeticiones cortas del GGN SHBG Globulinas ligadoras de hormonas sexuales SOS La velocidad de la onda T Testosterona TAC Tomografía axial computarizada TAD zonas con función de activación de la transcripción TAF-2 Activación de la transcripción dependiente de ligando TCF/LEF Factor de las células T/factor estimulador de los linfocitos TDAH Trastorno de déficit de atención e hiperactividad TGFβ Factor de crecimiento TNF Factor de necrosis tumoral TNFα Factor de necrosis tumoral alfa TRAF 6 Factor 6 del Receptor asociado al TNF TREM-2 Receptor de activación expresado en las células mieloides 2 TSH Análisis de la hormona estimulante de la tiroides UMO Unidad Metabólica Ósea del Hospital Universitario Insular de Gran Canaria I. INTRODUCCIÓN 23 I. INTRODUCCIÓN I.1 OSTEOPOROSIS. I.1.1 CONCEPTO. DEFINICIÓN. ETIOPATOGENIA La osteoporosis es una enfermedad que inicialmente se definió como “demasiado poco hueso” por Albright1, sobre la mitad del siglo pasado. Posteriormente en 1993, una reunión de expertos organizada por el National Institutes of Health (NIH)2, añadió nuevos conceptos, aportando una mejor visión de la amplitud de la alteración y sus consecuencias. Esta definición describe a la osteoporosis como un “trastorno sistémico esquelético caracterizado por la disminución de la masa ósea y la alteración de la microarquitectura del tejido óseo, con el consiguiente aumento en la fragilidad del hueso y la susceptibilidad para la fractura”. Ya posteriormente en una nueva reunión de expertos de esta institución en el 2000, se simplifica señalando que se trata de una enfermedad “con una resistencia ósea deteriorada lo que predispone a la fractura” y se precisa, además, que “la resistencia ósea es el resultado de la integración de la densidad y la calidad óseas”3. Este último concepto, la calidad ósea, está integrado por algunos parámetros cómo la microarquitectura, el recambio, la acumulación de daño y la 30 Añadido a esto la calmodulin kinasa (CaMK), importante elemento en la vía del flujo del calcio, juega un papel relevante en la diferenciación del OC y la reabsorción ósea inducida por RANKL42,43. Una vez diferenciados y cuando alcanzan la zona de reabsorción se polarizan, se transfoma el citoesqueleto y para destruir hueso adopta una morfología concreta44. En la región basal la parte de la membrana en contacto con aquél adopta un carácter rugoso, que en las imágenes histológicas se describe como “borde o ribete en cepillo” formado por microvellosidades a las que se vierten hidrogeniones y enzimas (principalmente catepsina K) con capacidad para destruir el hueso (unos el componente mineral, y los otros el colágeno) 45-47. Además se genera un anillo de sellado, en la periferia de la zona rugosa, con la propiedad de unirse íntimamente y producir un ambiente sellado y aislado sin posibilidad de salida de ningún material48. Este anillo lo forma fundamentalmente actina y en su superficie hay moléculas de integrina αvβ3, con gran apetencia por ciertas proteínas del hueso (vitronectina, fibronectina, osteopontina)49. I.1.1.1.B. OSTEOBLASTOS Son el único tipo de células responsable de la formación ósea. Proceden de células madre mesenquimatosas50,51. Hay cuatro estadios madurativos conocidos en la diferenciación del osteoblasto, preosteoblasto, osteoblasto, osteocito y osteoblasto de superficie o revestimiento, desapareciendo tras su función. El preosteoblasto da lugar al osteoblasto y de este puede pasar a alguno de los dos siguientes o ir a la apoptosis52. No obstante la mayoría sufre apoptosis (50 – 70%). Se encuentran a lo largo de todo el hueso en áreas de formación activa de hueso. Poseen un potente aparato ribosómico ya que tienen una intensa actividad productora de proteínas, fundamentalmente colágeno tipo 1, aunque también de otro tipo, como la osteocalcina, proteína ligadora de calcio, dependiente de 31 vitamina K, específica del hueso y fosfatasa alcalina, esencial para el depósito de mineral53. Lo caracteriza la positividad en la detección de fosfatasa alcalina. Además de sintetizar proteínas, el osteoblasto dirige la mineralización ósea. Sobre la zona destruida por el OC va depositando capas sucesivas de colágeno (osteoide) a las que después mediante liberación de vacuolas aportará fosfato cálcico54. La mineralización se realiza progresivamente desde las capas más profundas a las superficiales, tras un tiempo de maduración del osteoide. Posteriormente la fosfatasa alcalina interviene destruyendo un inhibidor de la misma, el pirofosfato55. En cuanto al aspecto osteoformador del osteoblasto tiene como principal vía de señalización implicada en ella, pero no la única, la del sistema Wnt/β-catenina. Las proteínas Wnt disponen de un complejo-receptor de superficie en el OB, formado por el receptor Frizzled, para el que existe un correceptor, proteína relacionada con el receptor LDL (LRP5) o el correceptor LRP656,57. En ausencia de ligandos, a este complejo, la glucógeno sintetasa kinasa (GSK)-3β procede a la fosforilación de la β-catenina y su posterior destrucción. Si ocurre la unión del Wnt se pone en marcha la inhibición de la actividad del enzima y se evita la fosforilación, acumulándose en el citoplasma la β-catenina y puede translocarse al núcleo donde da lugar a un aumento de los factores de transcripción “factor de las células T/factor estimulador de los linfocitos” (TCF/LEF), que estimulan los genes implicados en la formación ósea58,59. Hay otras sustancias que estimulan la formación de hueso por el osteoblasto, entre otras, son las proteínas morfogenéticas del hueso (BMP), el TGFβ, IGFs, FGF, PDGF, endotelina, PTHrP, etc. La vía Wnt/β-catenina establece un nexo entre las funciones osteoformadora y antiosteoclastogénica de los osteoblastos, ya que la β-catenina está implicada en la regulación del equilibrio RANKL/OPG, desviándolo a favor de la segunda7. Entre los OC y los OB se establece relación, además, mediante otro sistema ligando-receptor situado en las membranas de estas células, el sistema de las efrinas60. El OC presenta la efrina B2 y el OB su receptor EphB4. 32 Produciéndose señales en ambas células, controlando su actividad, cuando se unen ligando y receptor, de tal forma que cuando los osteoclastos tienen que finalizar su actuación, tras 2-3 semanas, lo llevan a efecto a través de la OPG, y del sistema de las efrinas61-63 (Figura5). I.1.1.1.C. OSTEOCITOS Derivan de los osteoblastos maduros y han quedado incluidos dentro de la nueva matriz ósea formada en las lagunas, donde residirán por largo tiempo hasta que finalmente sufren apoptosis. Están espacialmente aislados con respecto a otros pero sin embargo presentan 64,65 prolongaciones (con un citoesqueleto rico en actina) que los unen entre sí y con las células de revestimiento y con los osteoblastos en la superficie del hueso 66,67. Figura 5. Señalización bidireccional mediada por ephrin B2 en osteoclasto y EphB4 en precursores de osteoblasto. La señalización inversa mediante ephrinB2 en los osteoclastos suprime su función reduciendo la actividad de c-Fos y NFATc1, mientras que a través deEphB4 en precursores de osteoblasto potencia su diferenciación al reducir la actividad RhoA.. Fuente: Koichi Matsuo, Naoko Irie. Osteoclast–osteoblast communication. Archives of Biochemistry and Biophysics. 2008; 473(2): 201–924. Su función primordial consiste en determinar y mantener la estructura ósea controlando la remodelación, siendo responsables de la puesta en marcha así como de la finalización de la unidad de remodelación una vez formada la cantidad de hueso necesaria. Han demostrado ser mecanoreceptores capaces de traducir estímulos mecánicos musculoesqueléticoas en mensajes biológicos. Ante microlesiones en la matriz ósea resultado de sobrecargas o situaciones patológicas sufren apoptosis y ponen en marcha el proceso de remodelado por 33 aumento de producción de RANKL y secundariamente de osteoclastogenesis, ya que se ha demostrado que los osteocitos presentan este ligando 68. Secreta el osteocito la esclerostina, un inhibidor de la formación ósea, que se considera un mediador de la respuesta del esqueleto a las condiciones mecánicas. Juega un papel esencial regulando la respuesta del hueso a la descarga. Se cree que se traslada a través de la red de los osteoocitos hasta la superficie inhibiendo la vía de la Wnt/β-catenina, mediante la unión al correceptor LRP5 y su bloqueo, inhibiendo la proliferación, empeorando la mineralización y favoreciendo la apoptosis69,70. Además de esta acción un reciente estudio sugiere que la esclerostina puede estimular la formación y actividad de los osteoclastos a través de una vía dependiente del RANKL71. Por tanto la esclerostina producida por el osteocito puede regular tanto a OC como OB. I.1.1.1.D. OSTEOBLASTO DE SUPERFICIE O REVESTIMIENTO Una parte d los OB se diferencian en células de revestimiento o de superficie óseas. Recubren la mayoría de las superficies que no están en remodelación. Se cree que el estimulo que desencadena la osteoclastogénesis puede estimular a esta células a un proceso de preparación de la reabsorción mediante la liberación de colagenasa que degradaría una fina capa de hueso no mineralizado y que expondría la matriz mineralizada72,73. Después formarían un dosel o cubierta sobre la zona favoreciendo un ambiente adecuado para el proceso74. I.1.1.2 OTROS FACTORES LOCALES Además de las células mencionadas y los mediadores descritos intevienen en la regulación de la remodelación ósea sustancias sintetizadas en otros tipos celulares presentes en el hueso como linfocitos T y B, macrófagos (osteomacs), células endoteliales, e incluso las propias células mesenquimales 34 (de las que derivan los osteoblastos). Su actuación sobre los OC suele ser indirecta a través de los OB y la combinación RANKL/OPG. Estos factores suelen ser citocinas y factores de crecimiento75-78. Unos, como las citocinas inflamatorias (IL-1, TNF, IL-6), promueven la destrucción mientras otros (la IL-4, los IGFs, las BMP, el GFβ, la PTHrP, etc.) la generación, con un cambio en la masa ósea en el mismo sentido. I.1.1.3 FACTORES SISTÉMICOS Son de 2 tipos, hormonales y mecánicos. En cuanto a los primeros podemos referir los siguientes. I.1.1.3.A. FACTORES HORMONALES I.1.1.3.A.a. Hormona Paratiroidea (PTH) La PTH endógena presenta un efecto estimulador de la destrucción ósea. Este efecto lo muestra también en administración continuada y lo hace a través de lo OB y la producción de RANKL por ellos. Sin embargo administrado de forma intermitente estimula la formación79. I.1.1.3.A.b. Vitamina D Es hipercalcemiante y además fundamental para la mineralización del hueso. Su acción la realiza a través del RANKL cuya expresión potencia, tanto en OB como OC, en los que tiene receptores específicos. Potencia la reabsorción en casos de hipocalcemia provocando la diferenciación y maduración osteoclástica y, por tanto. El OB se ve estimulado generando formación ósea a través de factores de crecimiento80, 81. I.1.1.3.A.c. Estrógenos Sus efectos sobre la masa ósea son positivos por diferentes mecanismos82, 83. Tanto los OB como los OC tiene receptores específicos desviando la relación 35 RANKL/OPG hacia la última en los segundos. Tambien tienen la capacidad de inhibir citocinas inflamatorias resortivas producidas por células inmunitarias, macrófagos y linfocitos. Además es conocido que su falta puede llevar a la apoptosis de lo sosteocitos. I.1.1.3.A.d. Glucocorticoides Estos a dosis fisiológicas mantienen y permiten la actividad de formación oósea pero sin ambargo al aumentar la concentración la limitan, deprimiendo la actividad de l os OB y potenciando inicialmente a los OC generando así una disminución de la masa osea. Los glucocorticoides 84,. Disminuyen además la producción de osteoprotegerina. I.1.1.3.A.e. Calcitonina Ha demostrado ser un potente agente antirresortivo I.1.1.3.A.f. Serotonina Producida en las células serocromafines se muestra como un potente factor inhibidor de los OB85, que tienen receptores específicos para ella. I.1.1.3.B. FACTORES MECÁNICOS Está demostrado que la carga mecánica ejerce sobre el hueso un efecto positivo, y su ausencia (ingravidez, encamamiento), un efecto negativo, incrementando el recambio y favoreciendo la destrucción ósea. Parece que los osteocitos son los principales implicados en este efecto ya que detectan los cambios en la carga y es conocido que la falta de estimulo mecánico promueve apoptosis de los mismos. También la sobrecarga excesiva y continuada cambia de ser anabólica inicialmente a aumentar el recambio, posteriormente, con pérdida de masa. La modelación ósea no se afecta en esta circunstancia. Si bien no son conocidos los mecanismos por los que ocurren, parece que los osteocitos están implicados86, 87. 36 I.1.1.4 ETIOPATOGENIA DE LA OSTEOPOROSIS Una vez conocidos los elementos que actúan e influyen en la remodelación es preciso recordar que la alteración de su funcionamiento6 es parte importante de la generación de la osteoporosis. Antes comentábamos que la osteoporosis es consecuencia de la disfunción de las unidades de remodelación ósea, que como hemos visto están sometidas a una regulación multifactorial de delicado equilibrio. La disfunción puede ser debida a dos tipos de alteraciones. Por una parte el establecimiento del conocido como “balance negativo” y de otra el “aumento del recambio óseo” debido al incremento de unidades de remodelación. El balance negativo ocurre cuando la cantidad de hueso generado por los OB es menor que el destruido por los OC y es un fenómeno que comienza, de forma normal a partir de los 40 años88. Está relacionado con el descenso del número de OB, condicionado por la disminución de precursores, la de su diferenciación y la de su supervivencia, así como de la actividad individual. Influye también el descenso en el entorno del hueso de la concentración de factores estimuladores de estas células (p.ej: proteínas Wnt). El aumento o de la resorción ósea es el otro factor que contribuye al balance negativo89,90 y es debido al incremento de la actividad osteoclástica con un efecto de mayor reabsorción en las trabéculas91 y el riesgo de perforación. Se acompaña de un incremento de la generación de unidades de remodelación y da lugar al fenómeno denominado “aumento de recambio”. El aumento de los osteoclastos guarda relación con la disminución de los estrógenos, que inhiben la osteoclastogénesis. La falta de estas hormonas probablemente también inhibe la actividad formativa por favorecer la apoptosis de los osteoblastos, lo que intensifica el balance negativo90. Si bien es necesario que exista el balance negativo para que se produzca la osteoporosis, es el aumento del recambio óseo el responsable de la rápida pérdida de masa ósea y sus consecuencias92. Tal es así que se conocen como “osteoporosis de recambio alto” aquellas donde este es el factor principal, como en la menopausia. 37 Existen varios tipos de osteoporosis que se pueden clasificar etiopatogenicamente en dos grupos, primarias y secundarias93. Dentro del primer grupo la más frecuente es la postmenopáusica94, ligada a dos situaciones la menopausia y el envejecimiento. El cambio fundamental es la disminución importante de la producción de estrógenos que condiciona la pérdida de inhibición de la osteoclastogénesis95 y secundariamaente el predominio de la reabsorción sobre la reposición y así la pérdida de la masa y estructura ósea, teniendo como resultado mayor fragilidad capilar. El déficit de estrógenos influye en los niveles circulantes de citoquinasas como la IL-1, TNFα, factor estimulador de colonias de maccofagos (GM-CSF) y IL-6, de tal forma que estos van aumentando a medida que la primera disminuye. Como consecuencia se incrementa la reabsorción ósea por rl reclutamiento, diferenciación y activación de osteoclastos96,97. Este proceso está mediado por el RANKL, producido por los osteoblastos y otras células involucradas y conduce a una reabsorción ósea aumentada98. Otro tipo de osteoporosis primaria es la involutiva, que está relacionada con el envejecimiento y afecta igualmente a hombres y mujeres. En su producción, como mecanismos patogénicos, se han considerado un balance cálcico negativo y un cierto grado de hiperparatiroidismo secundario que se va presentando normalmente con el aumento de edad. Pero recientes estudios sugieren que, nuevamente, la deficiencia de estrógenos, tanto en hombres como mujeres, pueden tener una influencia importante, en etapas avanzadas de la vida regulando la homeostasis cálcica extra esquelética. Pueden modular el balance cálcico favoreciendo su absorción intestinal y limitando su eliminación renal. Además, se ha descrito una influencia activa de los estrógenos en el metabolismo de la vitamina D y su capacidad para disminuir la reserva secretora de parathormona (PTH). Estas circunstancias han permitido la elaboración de un modelo unitario de osteoporosis involutiva en el que la deficiencia de estrógenos desempeña un papel central99. La osteoporosis en el hombre es menos frecuente que la postmenopáusica. En este la disminución de masa ósea con la edad no se establece a expensas de un aumento del recambio (ya que no hay un disminución rápida de producción 38 de estrógenos como en la menopausia), sino del balance negativo, de forma que sus trabéculas más que sufrir un proceso de perforación y desconexión, lo hacen de adelgazamiento. Como se puede apreciar la heterogeneidad de esta entidad permite que en algunos casos exista esta enfermedad sin que el recambio óseo esté aumentado, como ocurre en este caso de la osteoporosis idiopática del varón, aunque hay que reiterar que estas circunstancias clínicas son bastante menos frecuentes100. La osteoporosis secundaria tiene sus causas fundamentales en complicaciones de otras situaciones patológicas (enfermedades), cambios en la actividad física o resultados adversos de actuaciones terapéuticas para ciertos trastornos (fármacos, p. ej.)3. Dentro de estas la más frecuente es la osteoporosis por glucocorticoides en la que hay un aumento del riesgo de fractura independiente de la densidad mineral ósea (DMO) y relacionada con la dosis diaria y con la acumulada. Dosis bajas incrementan el riesgo de fractura vertebral101. Este disminuye tras la retirada del tratamiento pero permanece elevado con respecto a los que no han sido tratados102. De un modo general, podemos considerar que la mitad de los pacientes tratados durante más de 6 meses con glucocorticoides tendrán osteoporosis. La mayor pérdida ósea se produce durante los 3 primeros meses de tratamiento por el efecto inhibidor de apoptosis de los osteoclastos103. Esta acción se potencia por el aumento de la apoptosis de los osteoblastos con la consecuente disminución de la formación ósea. El músculo además se atrofia perdiendo fuerza y resistencia con lo que también se pierde parte del efecto mecánico sobre el hueso y aumenta el riesgo de caídas con, al menos posibles microfracturas, secundariamente. Si bien hasta ahora hemos comentado sobre la pérdida de masa y de la estructura y nos hemos referido con algún detalle a las trabéculas hay que señalar que esto sucede en el hueso trabecular. En el hueso cortical la morfología histológica es diferente y por tanto el proceso de pérdida de masa ósea ocurre de otra forma. Se produce un adelgazamiento de las paredes de los sistemas de Havers, lo que determina una mayor anchura de su canal, que se aprecia en los cortes histológicos transversales como cavidades circulares, 39 que proporcionan al tejido óseo un aspecto poroso, por lo que se habla de “porosidad cortical”104,105. Este hallazgo fue lo que llevó a la denominación de esta enfermedad como osteoporosis a finales del siglo XIX. I.1.2 CLÍNICA La osteoporosis es una enfermedad que no presenta ninguna sintomatología. Por esto y su alta prevalencia se le ha llamado la “epidemia silenciosa”106,107. Frecuentemente se le atribuye el dolor como una manifestación clínica pero generalmente es debido a una de sus complicaciones, la fractura, La osteoporosis en si misma no duele ni produce ningún tipo de sintomatología. La clínica de esta enfermedad viene condicionada por las fracturas. No es infrecuente que los pacientes presenten otro tipo de enfermedades de frecuente aparición, como artrosis y procesos inflamatorios, que se dan en las mismas etapas de la vida y en ocasiones coinciden108. En cuanto a la clínica es importante conocer de una parte las manifestaciones y de otra comprender el riesgo de futuras nuevas fracturas, lo que someramente consideramos a continuación. I.1.2.1. MANIFESTACIONES CLÍNICAS Y RIESGO DE FRACTURAS Las manifestaciones clínicas se deben, pues, a su complicación más frecuente. La fractura osteoporótica se produce por la vulnerabilidad de la estructura ósea y por esto se denomina “fractura por fragilidad”. Constituye la principal, si no la única, complicación clínica de la osteoporosis109. Como características tienen que se producen por un traumatismo de baja energía como una caída desde la propia altura (posición de bipedestación), suelen suceder superados los 50 años de edad y además tienen localizaciones precisas, aunque pueden suceder en cualquier hueso del esqueleto o localización anatómica. Las fracturas en etapas más juveniles precisan de mayor energía por lo que son fractura traumáticas. Se localización, más frecuentemente, en columna vertebral, en la extremidad distal del radio, la, extremidad proximal del fémur (llamada erróneamente fractura de cadera) y la extremidad proximal del húmero. 46 Son, sin embargo, infrecuentes en menores de 50, pero aumentan exponencialmente con la edad141-143. Las deformidades vertebrales encontradas en radiografías de columna dorsal y lumbar (Figura 6) son tres veces más frecuentes que las fracturas de cadera, aunque solo un tercio de las primeras requieren atención médica y solo en menos del 20% requieren hospitalización. Sin embargo incrementan un 50% el riesgo de fractura de cadera144-145. La incidencia anual se considera del 1% en mujeres de 65 años, 2% en las de 75 años y 3% en las mayores de 85 años. Los hombres mayores de 50 años, sin embargo muestran una incidencia de 5,7 a 6,8/1.000 personas/año, lo que equivale aproximadamente a la mitad de la observada en mujeres146 y permanece prácticamente constante con la edad. Estudios en población europea como el European Prospective Osteoporotic Study (EPOS) y European Vertebral Osteoporotic Study (EVOS), coinciden aproximadamente, señlando que a los 75-79 años de edad, la incidencia de fractura vertebral es de 29,3/1.000 personas/año para mujeres y de 13,6/1.000 personas/año para hombres y que la incidencia global por edad fue de 10,7/1.000 personas/ año en mujeres y 5,7/1.000 personas/año en hombres146,147. Después de una deformidad vertebral existe un aumento de 7-10 veces para nuevas deformidades vertebrales y la presencia de deformidad vertebral prevalente predice una fractura de cadera incidente con un cociente de riesgo de 2,8-4,5 y este aumenta con el número de deformidades vertebrales128-130. 47 Figura 6. Fracturas vertebrales de columna lumbar I.1.3.1.B FRACTURA PROXIMAL DE FÉMUR Este tipo de fractura (Figura 7) es considerada la fractura osteoporótica más importante por su alta morbimortalidad asociada. La recuperación completa ocurrirá en menos del 50%, mientras que el 25% precisará cuidados domiciliarios y un 20% dependencia continúa tras la fractura. Son más frecuentes en mujeres, con una proporción 3/1 sobre el varón, y una edad de presentación más frecuente entre los 75 y 80 años. Su incidencia se incrementa con la edad a partir de los 50 años lo hace de forma exponencial pasando de ser de 2/100.000 personas/año en menores de 35 años a 3.000/100.000 en mayores de 85 años149. La morbimortalidad ha quedado ya reflejada anteriormente pero hay que señalar que diferentes estudios realizados sobre la epidemiología de esta fractura, en nuestro país134,150,151, ha mostrado que la mortalidad en su fase aguda, considerada como tal el primer mes tras la fractura, oscila entre el 610%134, pero aumenta hasta el 30% en el primer año tras la fractura150 y llega hasta el 40% a los 2 años. 48 Figura 7. Fractura de cadera I.1.3.1.C FRACTURA DISTAL DEL RADIO Es más frecuente en mujeres, con una relación mujer-varón de 4 a 1, en la perimenopausia. En las mujeres estas fracturas son más frecuentes en la perimenopausia y su incidencia aumenta rápidamente tras la menopausia para estabilizarse a los 65 años. Sin embargo en hombres la incidencia permanece constante con la edad. Este tipo de fractura (Figura 8) solo requiere hospitalización en menos del 20% de los casos, pero incrementan un 50% el riesgo de fractura de cadera144,145. Figura 8. Fractura de muñeca 49 I. 1.3.2 SITUACIÓN EN EL ENTORNO EUROPEO Y ESPAÑA En un estudio publicado en 2013 por Hernlund et al.152, en el que hacen una revisión de la literatura, de 2010, sobre la incidencia de fracturas osteoporóticas y una estimación del costo en ese año y posteriores, en 27 países de la U E, se recogen datos similares a los ya referidos anteriormente, con variaciones entre países y dentro de cada uno por razones no conocidas pero en parte relacionada con diferencias de prosperidad económica. Se estimó que 32 millones de mujeres y 5,5 de hombres tenían OP. Se confirmaron 3,5 millones de nuevas fracturas por fragilidad, que comprendían 610.000 de cadera, 520.000 vertebrales, 500.000 de antebrazo y 1.800.000 de otras fracturas. Las más frecuentes fueron las de cadera, columna, antebrazo y húmero. A los 50 años la posibilidad de años de tiempo de vida de una de estas fracturas es del 46% y 22% en mujeres y hombres, respectivamente. El costo económico del incidente y lasa más importantes fracturas por fragilidad se estimó en 37 billones de euros (€), de los cuales el incidente supuso el 66%, los cuidados de las fracturas a largo plazo el 29% y la prevención farmacológica el 5%. Además los años de vida perdidos ajustados por la calidad (QUALYs - quality-adjusted life years lost) se calculó en 1.180.000 durante 2010 y los ajustados por discapacidad (DALYs – disability adjusted life years) fureon de 2 millones. Se espera un incremento de los costos, al menos, en un 25% hasta el 2025. Para nuestro país estiman como población de riesgo a los mayores de 50 años de ambos sexos (7.277.000 de hombres y 8.628.000 de mujeres) con una expectativa de 2.450.000 de personas con osteoporosis. La estimación de fracturas, basado en estudios previos por no haber datos recientes, fue de 204.000 (40.000 fracturas de cadera, 30.000 fracturas clínicas vertebrales, 30.000 fracturas de antebrazo y 104.000 en otras localizaciones). Un 68% correspondieron a mujeres. Estudios concretos realizados en España sobre tendencia, se han llevado a cabo solo sobre fractura de cadera, en poblaciones locales de Cantabria153 (2006), Valencia (2004)154, y a nivel nacional mediante ecografía en atención 50 primaria (ECOSAP)155 (2006). Ya más recientemente, (2014), tras el alta de pacientes hospitalizados por fractura de cadera mostraban una tendencia en los al aumento progresivo de fracturas, con predominio en hombres156. En el último en el que hubo seguimiento de dos periodos de años (de la década anterior) la tendencia inicial fue al incremento y la más reciente a la estabilización. Bien es cierto que los periodos que abarcaban los primeros eran anteriores y en el intervalo entre estos y el último ha habido un desarrollo en el estudio y manejo de la osteoporosis. I.1.3.3 SITUACIÓN EN CANARIAS En cuanto a los estudios en Canarias, no contamos con un gran número de ellos, pero se han realizado fundamentalmente tres en la Isla de Gran Canaria de Sosa M. et al.157-159, un primero inicial (1993), otro segundo de seguimiento (2007) y un tercero más reciente (2015), que abarca un periodo más amplio comparando la incidencia de fractura de cadera en dos periodos, 1989–1993 y 2008–2011. La importancia que tiene es que analizan la evolución durante un periodo de 20 años, en el que ha habido un aumento y envejecimiento de población con las implicaciones epidemiológicas consiguientes. Se observó que la incidencia de la fractura de cadera160, aumentó globalmente en un 24%, siendo de 180.9 casos > 49 años /100.000 habitantes /año/, pero una vez ajustada mostró que hay una tendencia a la estabilización de la misma. Sigue siendo, con diferencia, inferior a la de otras zonas del país y la de otros países. La proporción mujer/ varón (2,6) se ha mantenido. I.1.4 DIAGNÓSTICO El diagnóstico de la osteoporosis supone un reto porque si bien se pueden realizar mediciones que concuerdan con la definición estructural de disminución de masa ósea, no se valora de esta forma la globalidad del concepto recogido en la última definición de esta enfermedad. No obstante se acepta que cumple con el criterio clínico operativo que permite asimilarla al grado de afectación. 51 La posibilidad de fractura está condicionada por dos cualidades del hueso, que le dan su fortaleza, la densidad y la calidad. La densidad está determinada por el pico de masa ósea alcanzado y por el balance entre ganancia y pérdida producida posteriormente. La calidad, sin embargo, lo está por la arquitectura, el recambio, la acumulación de daño (p. ej. microfractura) y la mineralización3, 163. Actualmente dada la falta de generalización de técnicas que permiten estudiar la calidad se sigue basando, el diagnóstico, en estudios sobre la baja densidad mineral ósea (DMO). No obstante lo anterior, continúa siendo esencial la actuación del clínico con la realización de una anamnesis detallada y en ocasiones exhaustiva, acompañada de una exploración amplia163. Esto supone el primer eslabón para el diagnóstico de la osteoporosis y para su estudio y manejo. Interesa llegar a conocer datos que permitan bien sospechar o bien descartar posibles patologías causantes o condicionantes de una posible osteoporosis secundaria, y que también permitirá decidir sobre las exploraciones o pruebas más adecuadas para la valoración en cada caso. Dos conceptos hay que considerar desde el punto de vista clínico y son el de diagnóstico de osteoporosis, por una parte, y el grado de evolución y afectación, por otro. Además actualmente tiene relevancia establecer el riesgo de fractura, como referencia para la toma de decisiones terapéuticas. Para el estudio inicial, el diagnóstico o el establecimiento de riesgos en relación con la osteoporosis se utilizan, además, técnicas y herramientas que a continuación comentamos. I.1.4.1 TÉCNICAS DIAGNOSTICAS Y ESCALAS Abarcan desde realización de analíticas, hasta estudios de imagen o aplicación de ciertas escalas con intención pronóstica de riesgos. 52 I.1.4.1.A ESTUDIOS DE LABORATORIO Deben ir orientados por el buen criterio clínico y por supuesto en relación con la posible sospecha derivada del completo interrogatorio y examen físico realizado. En principio, los estudios podrán ser general y específicos, para poder realizar diagnóstico diferencial entre diversas enfermedades sistémicas que pueden afectar al hueso163,164. Además se podrán hacer estudios de laboratorio del metabolismo mineral en concreto. I.1.4.1.A.a Analítica General Dentro de esta se contempla el hemograma y la determinación de parámetros bioquímicos que contengan como mínimo la valoración de la función renal y hepática, concentración de calcio (junto con albúmina para su corrección) y fosfatasa alcalina. Para el estudio del metabolismo mineral, que ayuda a descartar patologías específicas del hueso (p. ej. Osteomalacia, hiperparatiroidismo, etc), además se aconseja realizar determinaciones de fosfatemia, magnesemia, calciuria de 24 h, magnesuria y reabsorción tubular de fósforo, Se considera aconsejable realizar también una determinación de TSH y un proteinograma, ya que puede orientar en ciertas patologías específicas. La determinación de 25-hidroxivitamina D sérica así como de PTH se puede solicitar en base a los datos bioquímicos iniciales y la situación del paciente. Finalmente ante la sospecha de enfermedades concretas (hipercortisolismo, celiaquía, etc.) se solicitarán analíticas específicas. Lógicamente, si se sospechan enfermedades concretas como causa de la osteoporosis (hipercortisolismo, celiaquia, etc), se deben solicitar los parámetros específicos y realizar los estudios pertinentes. I.1.4.1.A.b. Marcadores de remodelación ósea Estos hoy solo se aconsejan para la valoración y seguimiento del tratamiento y no para el diagnóstico de la enfermedad, ni la valoración de su severidad, aunque sin embargo puede resultar útil para identificar, junto a otros factores 53 de riesgo, los pacientes con un mayor riesgo de fractura165-168. Se considera que son especialmente útiles para valorar de forma precoz la respuesta al tratamiento, tanto antirresortivo169-172 como osteoformador173,174. Indican la dinámica del recambio, estando relacionados con la fase en que producen. Hay marcadores de formación y de resorción. Entre los marcadores de formación están la fosfatasa alcalina o su isoenzima ósea, la osteocalcina y el propéptido carboxi y amino-terminal del procolágeno tipo I (PICP y PINP). Y entre los de resorción ósea, la desoxipiridinolina urinaria o los telopéptidos carboxi y aminoterminal del colágeno I (CTX en sangre y orina, y NTX en orina)175,176 y la fosfatasa ácida tartrato-resistente 5b (FATR 5b). Recientemente se han identificado reguladores de la diferenciación y de la actividad de las células que participan en el remodelado óseo, como el sistema OPG/RANKL y la esclerostina177. Así valores séricos elevados de esclerostina se han relacionado con un aumento del riesgo de fractura de cadera en mujeres de edad avanzada178. Hay que considerar que son factores determinantes de la actividad y no del resultado de ella al interpretar los valores. Recientemente, la International Osteoporosis Foundation (IOF) y la International Federation of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (IFCC) han recomendado el uso del PINP como marcador de formación y del s-CTX como marcador de resorción en los estudios clínicos179. Falta llegar a consenso. I.1.4.1.B. RADIOLOGÍA CONVENCIONAL No es válida para el diagnóstico de osteoporósis pues no es un método sensible ni específico para valorar los cambios de masa ósea (debe ser >3050% del total)180. Sin embargo es imprescindible un estudio radiográfico para la confirmación de la presencia de fracturas. Suele ser suficiente un estudio lateral de columna dorsal (centrado en D7) y de columna lumbar (centrado en 54 L2), aunque en algunas ocasiones es de ayuda disponer de una radiografía en proyección anteroposterior para la interpretación. Ante un hallazgo de fractura vertebral antes de atribuirla a osteoporosis, debe realizarse el diagnóstico diferencial con otras posibles etiologías. En ocasiones deberá recurrirse a otras técnicas de imagen, esencialmente TAC y RM, para establecer el diagnóstico de certeza181. Dicha presencia puede influir en la toma de decisiones. Tiene otra utilidad, la localización de deformidades o ubicar posibles factores de interferencia o de error al realizar una densitometría (espondilosis, calcificaciones vasculares, etc. La presencia de fracturas vertebrales es un factor predictor de futuras fracturas, tanto vertebrales como de cadera180,182,183-185. Su indicación está vinculada a molestias o signos sugestivos de trastorno vertebral relacionados con la osteoporosis, y también a presentar valores densitométricos de osteoporosis. Algunos autores sugieren realizarla en cualquier paciente con factores de riesgo suficientes. I.1.4.1.C. DENSITOMETRÍA ÓSEA Este término engloba aquellas a todas las pruebas no invasivas que miden la DMO en diferentes regiones del esqueleto mediante distintas técnicas. Se clasifican de acuerdo a la región del esqueleto donde se han realizado. Mediciones centrales (o axiales) son las realizadas en columna lumbar (anteroposterior) o tercio superior del fémur, y mediciones periféricas las que se efectúan en otros sectores de las extremidades. La osteoporosis estaba descrita previamente a la aparición de la densitometría por lo que esta ha aportado una herramienta de valoración de uno de sus factores de riesgo163. La DMO se usa frecuentemente como una medición sustitutiva, ya que permite explicar aproximadamente el 70% de la resistencia ósea186. Dada la trascendencia de este factor, y la ausencia de otros 55 procedimientos diagnósticos asequibles, se propuso -y fue aceptado de forma generalizada por la comunidad científicautilizar la densitometría con este fin. Los equipos de medición se clasifican según la técnica que utilizan o la región anatómica del esqueleto que analizan187. Aunque existen varias técnicas disponibles, la técnica de absorciometría por rayos X con doble nivel de energía X (DXA) es el procedimiento óptimo para estimar el riesgo de fractura188. Otras técnicas de medición (ultrasonometría cuantitativa, radiogrametría, absorciometría radiográfica, etc.) proporcionan valores que guardan relación con el riesgo de fractura, pero no pueden utilizarse como procedimientos diagnósticos189. Los resultados de las mediciones de DMO son expresados habitualmente en términos de índice T (o T-score), que es el número de desviaciones estándar (DE) en que la medición de DMO difiere de la densidad ósea de la población sana de 20 a 29 años («pico» de la DMO). Existe el índice Z (o Z-score), que se obtiene al comparar la medición de DMO con valores de referencia de sujetos de igual sexo y edad. Cada uno de estos tiene una indicación y una utilidad. Su validez viene dada por que en 2004 la Organización Mundial de la Salud (OMS) estableció que el diagnóstico de osteoporosis basado en la DMO se hiciera cuando la paciente presentara un valor de índice T igual o inferior a −2,5106, 180. Entonces quedó con unas limitaciones con respecto a la población a aplicar y la falta de definición de la zona de medición. Sin embargo sirvió como punto de unificación de criterios. Posteriormente en 2008 la propia OMS matizó que la medición de la DMO debe realizarse en cuello de fémur utilizando como referencia el Third National Health and Nutrition Examination Survey (NHANES III)190. Se consideraron extensibles los mismos criterios a las mujeres postmenopáusicas de otras razas (e incluso a los hombres, utilizando las referencias femeninas). Si bien la Sociedad Internacional de Densitometría Clínica (ISCD), sin embargo, considera que el diagnóstico puede hacerse cuando el referido valor del índice T se da en cualquiera de las tres siguientes localizaciones: columna lumbar, cadera total o cuello femoral191, no lo hace así la OMS que mantiene que los criterios diagnósticos referidos no son aplicables a otras localizaciones esqueléticas u otras técnicas de densitometría180. 62 dihidrotestosterona (DHT) que es 10 veces más activa que la primera (Figura 9). En los ovarios la producción de andrógenos la llevan a cabo las células tecales, regulada por la LH, dando como productos la androstenediona y la T. Una parte de ambos es transformada mediante un complejo enzimático, aromatasa, a los productos finales activos estradiol y estrona, que son los esteroides sexuales femeninos. En las células granulosas ováricas se transforman también los andrógenos producidos en las anteriores una vez han difundido a ellas. Este proceso lo controla, en principio la FSH, si bien a medida que maduran pasa a haber mayor control de la LH. Los estrógenos producidos por las últimas van, mayoritariamente a los folículos, mientras que los producidos por las primeras a la circulación general para llegar a sus órganos o células diana. A nivel de la corteza de las glándulas suprarrenales también se producen andrógenos. Lo hacen las células de la zona fasciculada y reticularis, que contienen una enzima, liasa, que les da la capacidad de producir dehidroepiandrosterona (DHEA) y androstenediona (A), Aunque también un producto final resulta de la sulfatación de la DHEA dando DHEA sulfatada (DHEA-S). Los esteroides sexuales viajan en el plasma hacia sus dianas ligados a globulinas específicas que las transportan. Estas son las globulinas ligadoras de hormonas sexuales (SHBG). Si bien la producción es esencialmente donde ha quedado reseñado también sufren transformación en otros tejidos de órganos concretos. El metabolismo principal de los andrógenos, así como de los estrógenos tiene lugar en el ovario, la corteza adrenal y el tejido adiposo, con alguna participación del metabolismo esteroideo en el músculo. El hígado tiene una participación importante también. Además de transformar estrógenos a varias formas, con diferente actividad, realiza la sulfatación del DHEA a DHEA-S y produce las SHBG, que condicionan el transporte de todas ellas. 63 Figura 9. Ruta de síntesis de las hormonas esteroideas Con respecto a la mujer y los andrógenos cabe decir que estos son secretados en mayor cantidad, que los estrógenos, hormonas sexuales femeninas por excelencia. Además de ser precursores hormonales para las segundas, tienen importantes efectos fisiológicos al unirse a sus receptores en las células diana, produciendo todo un proceso de cambios metabólicos celulares con repercusiones generales237,238. Según la concentración circulante los principales andrógenos en orden decreciente son la DHEA-S, la DHEA, la A, la T y la DHT239. La T deriva en 50% de los ovarios y las glándulas adrenales a partes iguales, mientras el restante 50%, procede de la conversión periférica de la androstendiona. Además la última también es producida por las glándulas adrenales y los ovarios en una proporción similar. La DHEA también la producen las glándulas suprerrenales (50%) y ovarios (20%), aun que pueden provenir de síntesis a partir de la DHEA-S circulante (20%) mediante el concurso de sulfatasas esteroideas. 64 La DHT resulta de la conversión periférica de T y como comentamos es la que en menor concentración circula. Estas dos son las únicas capaces de unirse al receptor específico de andrógenos. Las demás sirven de sustrato para la producción de estas. I.2.2 RECEPTOR DE ANDRÓGENO Como ha quedado ya reseñado los andrógenos se unen a receptores específicos, que se encuentran en células determinadas y que tiene unas características concretas. El receptor de andrógeno (AR) es una proteína que está formada por 917 aminoácidos y posee varios dominios con diferentes funciones240. Forma parte de la superfamilia de los receptores nucleares de hormonas esteroideas. Otros miembros de esta familia son los receptores de estrógenos (ER) α y β, mineralocorticoides (MR), glucocorticoides (GR), progesterona (PR) Vitamina D y hormona tiroidea241.También es conocido como NRC4 (subfamilia de receptores nucleares 3, grupo C, miembro 4). Se activa por la unión con la T o la DHT242. Tiene proximidad funcional al receptor de la progesterona hasta el punto que dosis elevadas de esta pueden bloquearlo243. Los miembros de esta superfamilia son factores de transcripción que presentan extensiones con zinc, caracterizadas por tener un dominio N-terminal, un dominio central de unión con ADN (DBD)244 y un dominio C-terminal de unión con el ligando (LBD)245. Además poseen dos zonas con función de activación de la transcripción (TAD), situadas, una en el dominio N-terminal (AF-1) y otra en el dominio de unión con el ligando (AF-2), e igualmente, una región bisagra (HD) que le permite adoptar la conformación adecuada para interactuar con el ADN (Figura 10). La función principal del receptor de andrógenos es actuar como un factor de transcripción de genes mediante la unión directa al ADN242. Su efecto es la regulación de ciertos procesos como la proliferación y la diferenciación celular en tejidos diana246. 65 Figura 10. Organización genética del gen del receptor de andrógenos (AR) en el cromosoma X y principales dominios funcionales de la proteína codificada. Adaptado de Rajender S., Singh L., Thangaraj K. Phenotypic heterogeneity of mutations in androgen receptor gene. Asian J Androl. 2007; 9:147-79.250 En cuanto a su presencia y distribución en las células que se encuentran y participan en el metabolismo del tejido óseo habría que decir que es universal. Se encuentra en todas ellas, OB, OC y Osteocitos, aunque en diferente cantidad247. Su máxima expresión la tiene en los OB y mayor en los corticales que los trabeculares. Además en cultivos de los mismos se ha observado que su expresión es máxima en los provenientes de hueso juvenil frente al de la senectud y que predominan en OB en zonas de formación ósea248. También se encuentran en las células de la médula ósea que regulan la osteoclastogénesis234. La regulación por parte de las hormonas esteroideas de la función de los OC está controlada por el estradiol (E2) y el ER, aunque se considera la posibilidad de la participación de la T a través de su aromatización y conversión a E2. En los osteocitos incluidos en la matriz ósea también se encuentran AR230,247. La amplitud de la actuación de la T directamente o por aromatización a E2 es incierta y puede que varíe con los polimorfismos del AR. La posible importancia de la aromatización de T a E2 en el hueso queda reforzada por el hecho de que hombres con mutaciones en los genes de ER o de la aromatasa Cromosoma X p q Xq11-12 Exon 1 5’3’ 32 4 5 6 7 8 (GGN)n(CAG)n Gen AR NH2COOH 9191 Dominio N-terminal (NTD) - Transactivación Dominio ligando C-terminal (LBD) -Dimerización -Localización nuclear Dominio central de unión con el ADN (DBD) -Dimerización -Localización nuclear Proteína AR Cromosoma X p qp q Xq11-12 Exon 1 5’3’ 32 4 5 6 7 8 (GGN)n(GGN)n(CAG)n(CAG)n Gen AR NH2COOH 9191 Dominio N-terminal (NTD) - Transactivación Dominio N-terminal (NTD) - Transactivación Dominio ligando C-terminal (LBD) -Dimerización -Localización nuclear Dominio ligando C-terminal (LBD) -Dimerización -Localización nuclear Dominio central de unión con el ADN (DBD) -Dimerización -Localización nuclear Proteína AR 66 desarrollan osteoporosis. Hay que considerar además que la DHEA no es aromatizable, aunque pudiera ser que otros compuestos androgénicos más débiles, tengan también receptores específicos249. I.2.3 POLIMORFISMOS DEL RECEPTOR DE ANDRÓGENOS El AR está codificado por un gen que se encuentra en el brazo largo del cromosoma X, en la posición 11 y12 (Xq11.2-12)251. Tiene un tamaño de 90 kilobases y contiene 8 exones251-253. Cada uno participa en la codificación de dominios en el AR. (Figura 10) El exón 1 codiifica el dominio de transactivación N-terminal de la proteína AR, indispensable para su actividad genómica, y que contiene la región de activación de la transcripción independiente de ligando (TAF-1), lugar de interacción con ciertos correguladores253,254. Los exones 2 y3 codifican el dominio de unión al ADN (BDB), que contiene dos prolongaciones de zinc capaces de interactuar específicamente con pequeñas secuencias denominadas elementos de respuesta a andrógenos (AREs). El 4 codifica el dominio de localización nuclear (NLD) que ayuda a la localización del AR en el núcleo celular. El 5 codifica la región bisagra (HD), con la función que ya reseñamos. Los 6,7 y 8 codifican el dominio de unión al ligando (LDB), zona de importancia crucial pues es donde se unen los andrógenos. Contiene la región de activación de la transcripción dependiente de ligando (TAF-2). En el primer exón, además se sitúan unas secuencias repetidas de trinucleotidos y que codifican para poliglutamina y popliglicina255. Las repeticiones, en número variable, dan como resultado el polimorfismo del AR, que se presenta como secuencias de longitud variable en la región N-terminal, en la región de transactivación (TAD)252,256. Estas cadenas de repetición de aminoacidos son conocido como microsatélites, y en este caso son funcionales. 67 El tracto poliglutamina está codificado por repeticiones (CAG)nCAA. El de poliglicina (GGN)n por (GGT)3GGG(GGT)2(GGC)n257. Con respecto a este último habría que aclara que la mayoría de autores se refieren a la poliglicina como estando codificada por repeticiones (GGN)n, lo que equivale a un tracto invariable de seis glicinas (GGT/GGG) seguido por una repetición polimórfica GGC, o a la repetición de GGC más seis tripletes258. Habitualmente se expresa como (GGC)n o (GGN)n. El microsatelite poliglutamida (CAG)n es altamente polimórfico en longitud, y su tamaño oscila generalmente entre 8 y 39 repeticiones de aminoácido en la proteína AR257,259, habiendo diferencias entre autores, probablemente relacionadas con variaciones entre poblaciones. Se han determinado diferencias en las repeticiones entre africanos, caucásicos y asiáticos, siendo los primeros los de menor número y los últimos los de mayor260-264. El microsatélite poliglicina no es tan polimórfico como el anterior, con un tamaño que va de 10 a 30 repeticiones259, aunque también variable, según autores. Ambas regiones están separadas por 248 aminoácidos de una secuencia no polimórfica. I.2.4 MECANISMO DE ACCIÓN DEL RECEPTOR DE ANDRÓGENOS Ya se comentó la función principal del AR, actuando como un factor de transcripción del ADN y facilitando la producción proteica celular. La formación del complejo andrógeno-AR puede activar o reprimir la expresión de las proteínas reguladas por andrógenos265. Por tanto los AR son interruptores moleculares clave controlando la transcripción de las proteínas andrógeno dependientes desde la etapa embrionaria hasta la vejez. Median la acción periférica de los andrógenos. Los AR son específicos para la T y la DHT con la misma afinidad para ambos, aunque también se han hallado receptores para la DHEA248. 68 El AR, normalmente se encuentra en forma inactiva en el citoplasma celular. Forma un complejo con varias proteínas que se denominan heat shock266, entre las que se encuentran la Hsp90, Hsp70 y Hsp56. El AR puede llevar a cabo su función por dos vías diferentes. Una es la vía clásica pasando al núcleo y la otra es a través de una vía no genómica y que realiza directamente en el citosol. El mecanismo de acción clásico o genómico del AR es el que produce la transcripción al RNAm en el osteoblasto. Es el principal. El andrógeno puede difundir libremente a través de la membrana celular al citosol por ser lipofílico (Figura 11). Comienza, el mecanismo, con la unión específica con su ligando, T o DHT. Esto causa la disociación de las proteínas heat shock, la translocación al núcleo y el cambio de conformación que le permite formar un homodímero267. A continuación estos se unen a unas secuencias específicas del ADN en las zonas reguladoras de los genes andrógenodependientes, denominadas elementos de respuesta a andrógenos (AREs), activando o inhibiendo la transcripción de estos genes regulados por andrógenos. Esta unión promueve el reclutamiento de otras proteínas, que son cofactores o elementos de la maquinaria de transcripción268 indispensables para la expresión de estos genes. Cuando ha habido activación se produce ARNm, que pasará al citoplasma, y actuará en los ribosomas en la producción de las proteínas específicas269 codificadas ejerciendo por esta vía su función. Además a través de otra vía no genómica, más rápida, los andrógenos pueden actuar, p-ej., en los osteoblastos, activando la cascada de señales de las quinasas con la modulación de los niveles intracelulares de calcio. Se lleva a cabo mediante receptores de membrana266,267. 69 Figura 11. Mecanismo de acción clásico o genómico del receptor de andrógenos. ARE, elementos de respuesta androgénica. Fuente: Heemers H.V., Tindall D.J. Androgen receptor (AR) coregulators: a diversity of functions converging on and regulating the AR transcriptional complex. Endocr Rev. 2007; 28:778-808. 269 I.2.5 EFECTOS DE LOS POLIMORFISMOS DEL RECEPTOR DE ANDRÓGENOS Una vez relacionados ciertos polimorfismos de los AR con alteraciones clínicas importantes se abrió un campo de estudio que ha llevado a establecer toda una serie de efectos y trastornos vinculados con estos. Los polimorfismos tienen, individualmente, efectos, que en ocasiones se ven potenciados o atenuados por otros. En ocasiones pueden verse condicionados por otra serie de efectos o condiciones para poder manifestar su potencial. I.2.5.1 EFECTOS DEL POLIMORFISMO (CAG)N Y (GGN)N Lo que abrió paso a relacionar la longitud de ciertos polimorfismos del AR y sus repercusiones fue la demostración de la presencia de repeticiones por encima de 40 en paciente con la atrofia muscular espino-bulbar ligada al cromosoma X (enfermedad de Kennedy). Se trata de una enfermedad de inicio en la etapa adulta con una degeneración de la motoneurona y una serie de manifestaciones, entre otras, de feminización secundarias a insensibilidad a los andrógenos, como ginecomastia, atrofia testicular, alteración de la espermatogénesis y gonadotropinas elevadas270,271. La longitud de repetición 70 de las cadenas está directamente asociada con la severidad de los síntomas de hiperandrogenismo y con el inicio precoz de la enfermedad272,273. En la última década ha quedado demostrada la creciente importancia del polimorfismo del AR. LA variación condiciona los efectos periféricos de la T influyendo sobre la función sexual y la fertilidad, riesgos cardiovasculares, composición corporal, el metabolismo óseo, el riesgo y evolución del cáncer de próstata y testículo, riesgo y evolución de cáncer de mama, estado psiquiátrico y la aparición y curso de trastornos neurodegenerativos. Diferentes estudios han descrito el comportamiento entre la longitud de repetición del (CAG)n, dentro de rangos normales por debajo de 40, y sus efectos. Chamberlain y cols.274, señalan que la actividad transcripcional del AR disminuye a medida que aumenta el número de repeticiones, en un experimento en células de riñon de momo, in vitro . Así mismo al eliminar los tractos repetidos aumentaba nuevamente, lo que se confirmó en estudios posteriores de otros autores275. Además de confirmar estos resultados Ding y cols.276 encontraron menor cantidad de proteína AR para repeticiones más largas. No se conocen enfermedades asociadas al polimorfismo poliglicina, (GGN)n, aunque si se ha asociado la longitud del tracto con el riesgo de desarrollar criptorquidia e hipospadia277 (consideradas consecuencia de baja androgenicidad). También apuntan algunos estudios que variaciones en el número de repeticiones tendrían influencia sobre la función y la concentración de proteína AR. Tanto Gao y cols.278 como Lundin y col.279 hallaron un descenso en la actividad transactivadora con la delección del tracto (GGN)n. Posteriormente, Ding y cols.276, encontraron una correlación inversa entre el número de repeticiones (GGN)n y la concentraciones de proteína AR, aunque no la disminución de la actividad transcripcional. Sugieren, como mecanismo, que el incremento en la longitud de este microsatélite podría favorecer la formación de estructuras en asa en el ARNm que podrían afectar a su estabilidad y a la traducción. 71 En cuanto a efectos concretos fisiopatológicos podemos decir que no hay en todas las esferas en estudio claras evidencias, si bien en algunas hay hecho relacionados. Con respecto a la relación de la repetición (CAG)n con la función sexual no hay claros resultados, si bien tampoco estudios comparables. No obstante, estudios en Australia, Norteamérica y Japón hallan una asociación entre infertilidad masculina y estas repeticiones280-283, mientras no se halla esta en Europa284,285. En 2004, Ferlin et al.264 encontraron una diferencia significativa entre casos y controles analizando la combinación de polimorfismos (CAG)n / (GGN)n, hallando que la combinación más frecuente fue (CAG)n = 21 / (GGN)n = 18, en pacientes infértiles. Por lo que concluyen que el número de tripletes tiene un efecto combinado sobre la función del receptor AR, entre otros. La próstata es un órgano regulado por los andrógenos, que juegan un papel importante en la patogénesis del cáncer de próstata (CP). Aunque parece que la génesis del CP no está inducida por los andrógenos, la estimulación más potente de los AR con repeticiones (CAG)n más cortas pueden contribuir al desarrollo acelerado de células malignas. Esto podría explicar el riesgo más elevado y la edad más temprana de aparición262. Según algunos estudios esta continua estimulación produciría proliferación aumentada e inducción de mutaciones somáticas286,287. Se han asociado formas más agresivas de CP con repeticiones menores de (CAG)n259,287. En 2004 Coetzee y Ross288 demostraron esta asociación por primera vez, lo que posteriormente ha quedado confirmado por varios metaanálisis289,290. Parece haber también una relación entre repeticiones cortas de (CAG)n e hipertrofia benigna de próstata (HBP)291. Otro aspecto controvertido es el papel de los andrógenos sobre la salud cardiovascular (CV). Hay evidencias que muestran que el hipogonadismo puede estar asociado con un peor perfil metabólico y riesgo cardiovascular292. Por otra parte se ha demostrado asociación independiente entre la longitud de repetición (CAG)n y factores adversos de riesgo CV, tales como LDL alto293, HDL bajo294 y tensión arterial alta295-297. Sin embargo la asociación de repeticiones más largas de (CAG)n y concentraciones bajas de T total se halló 78 Los tres tipos principales de células óeas –osteocitos, osteoblastos y osteoclastos – expresan el AR337 (Figura14). Como ya quedó dicho anteriormente, los andrógenos son capaces de atravesar la membrana plasmática de la célula donde se unen al AR y generan una serie de reacciones en cascada, que culminan con la regulación transcripcional de proteínas específicas. Las proteínas dependientes total o parcialmente de andrógenos para su expresión son varios cientos. Pero no todas ellas se expresan en todas las células que contienen AR. En realidad las proteínas expresadas bajo la acción de los andrógenos son bastante distintas entre diferentes tipos celulares, pues no todos los genes están disponibles en todo momento para expresarse. De hecho, las proteínas inducidas a su expresión varían entre osteocitos, osteoclastos y osteoblastos. Figura 14. Efectos de los estrógenos y de los andrógenos en la remodelación ósea. Los osteoblastos y osteoclastos tienen un origen embriológico distinto: los osteoblastos tienen un origen mesenquimal, mientras que los osteoclastos proceden de precursores hematológicos (monocitos/macrófagos). Durante el proceso de remodelado óseo, la matriz ósea es excavada por los osteoclastos y reemplazada por matriz nueva producida por los osteoblastos. Tanto los estrógenos como los andrógenos influencian la maduración de los precursores de osteoblastos y osteoclastos e influyen en la vida media de los osteoblastos y osteoclastos maduros, así como en la vida media de los osteocitos. Las flechas azules indican los efectos positivos, las barras rojas efectos negativos, y las líneas de puntos las influencias diferenciadoras. Estas influencias pueden tener variantes regionales dependientes del tipo de hueso y del esfuerzo mecánico que le sea requerido. Fuente: Manolagas S.C., O’Brien C.A., Almeida M. The role of estrogen and androgen receptors in bone health and disease. Nat Rev Endocrinol. 2013; 9: 699–712.337 79 Innumerables experimentos en ratones han puesto de manifiesto algunas claves referidas al papel de los andrógenos en las tres estirpes celulares óseas. Las principales conclusiones de los efectos directos de los andrógenos en ratones son las siguientes:  Al igual que ocurre con hombres con hipogonadismo hipogonadotrópico o con insensibilidad androgénica completa (portadores de mutaciones inactivantes del gen AR), la ausencia total del gen AR (ARKO mice) tienen bajo BMI, elevado índice de resorción y de remodelación óseas, así como disminución tanto del hueso trabecular como del cortical.  Los ratones carentes del gen AR presentan una disminución notable en la formación de hueso perióstico, en línea con la observación en hombres y en ratones que los andrógenos estimulan la formación de esa parte del hueso (Figura 15). Figura 15. Esquema de las acciones de las hormonas sexuales en hueso derivadas de modelos de ratón. En los ratones macho de genotipo salvaje (intacto) las actividades óseas de las hormonas sexuales son medidas por los receptores de andrógenos (AR) y por los receptores de estrógenos (ER). En las hembras salvajes maduras, la función predominante en hueso es ejercida por el ER, pues los niveles plasmáticos de andrógenos en estos animales son bajos, y además son aromatizables a estrógenos. En ratones a los que se ha suprimido el gen AR (ARKO) la producción de andrógenos testiculares es baja, debido a hipoplasia testicular, y la poca testosterona remanente no puede actuar por ausencia de AR, por lo que disminuye significativemente la masa ósea. Las hembras ARKo no presentan variaciones significativas de masa ósea Fuente: Manolagas S.C., O’Brien C.A., Almeida M. The role of estrogen and androgen receptors in bone health and disease. Nat Rev Endocrinol. 2013; 9: 699–712.337  Los ratones carentes del gen que codifica la 5α-reductasa (3-oxo-5-αesteroide 4-deshidrogenasa 1 presentan una reducción importante en el grosor del hueso cortical, lo que indica claramente que la expansión perióstica está bajo control androgénico directo, pues la DHT no es aromatizable a estrógenos. 80  Curiosamente cuando el gen del AR se elimina selectivamente en los osteocitos, los osteoblastos o los percusores de sus linajes, estos ratones presentan un hueso cortical normal. Esto indica que probablemente los efectos descritos de andrógenos sobre el hueso no sean debidos acciones directas de los andrógenos sobre los osteoblasos y los osteocitos a través del AR. Este hallazgo se interpreta en términos de que los andrógenos estimulan mucho la producción de factores de crecimiento y/o el desarrollo muscular, que indirectamente incrementan la formación de hueso perióstico en respuesta al esfuerzo mecánico.  En contraste con lo descrito para hueso cortical, la delección del gen AR en los osteoblastos maduros o en los osteocitos disminuye la masa de hueso trabecular en ratones macho. Los mecanismos celulares y moleculares tras este efecto son desconocidos. Pero la ausencia de Ar no altera la respuesta estimulatoria del esfuerzo mecánico sobre la formación del hueso trabecular.  La activación de AR por DHT previene la apoptosis en los osteoblastos inducida por la gonadectomía en ratones macho. Por ello se considera que la disminución de hueso trabecular en ratones macho con AR inactivado puede ser debida al aumento de apoptosis en los ostecoblastos.  La DHT suprime la osteoclastogénesis y protege contra la disminución de masa ósea inducida por la orquidectomía. Los ratones que carecen por completo del gen AR (ARKO) muestran un importante aumento en los osteoclastos en el hueso trabecular. Sin embargo el número de osteoclastos no varía en los ratones en que el gen AR es eliminado selectivamente en los osteocitos y osteoblastos. Este hallazgo sugiere que el AR en los osteoclastos juega un papel relevante en el efecto protector de los andrógenos en la masa ósea.  En ratas, la castración induce un estado óseo similar a la menopausia en las mujeres, en ambos géneros, y de manera independiente a la edad en el hueso trabecular. El compartimento intracortical del hueso es resistente a la castración. Las respuestas del hueso cortical perióstico y la placa de crecimiento son sexualmente dimórficas, con andrógenos estimulando y estrógenos inhibiendo la expansión perióstica (Figura 16). En el ser humano338, los andrógenos, aunque también los estrógenos, mantienen la masa y la integridad del hueso calloso, un efecto que se ha observado tanto en mujeres como en hombres. La pérdida de estrógenos o de andrógenos aumenta la velocidad de remodelación ósea pues se eliminan las restricciones sobre la osteoblastogénesis así como sobre la osteoclastogénesis, causando un desequilibrio local entre la resorción y la 81 formación, prolongando la vida de los osteoclastos y disminuyendo la de los osteoblastos. Figura 16. Efecto de la castración sobre la acumulación de hueso perióstico en la rata. El hueso perióstico es territorio esencialmente controlado por los andrógenos, y representa la mayor diferencia de mineralización ósea entre hombres y mujeres. En modelos de rata se ha comprobado que la aposición de hueso cortical perióstico presenta un claro dimorfismo sexual, que se pone de manifiesto tras la castración. La figura muestra cómo en la rata hembra la ovariectomía es seguida de una potente acumulación de hueso cortical perióstico, mientras que el efecto opuesto es observado en el macho tras la orquidectomía. Los resultados se muestran en porcentaje de cambio, pero debe tenerse en cuenta que el punto de partida en ratas hembras y machos maduros es muy diferente, con mucha mayor densidad ósea cortical perióstico en el macho que en la hembra. La castración tiende a suprimir esas diferencias tan notorias en los animales sexualmente maduros. La figura indica claramente que los andrógenos ejercen un potente efecto anabolizante sobre el hueso cortical perióstico que es modulado a la baja por los estrógenos. Fuente: Vanderschueren D., Vandenput L., Boonen S., Lindberg M.K., Bouillon R., Ohlsson C. Androgens and bone. Endocr Rev. 2004; 25:389-425.334 Aunque los andrógenos y los estrógenos ejercen sus papeles respectivos a través de sus receptores específicos, AR y ER, la contribución exacta de cada uno de ellos es desconocida por tratarse de efectos intrincados, y por ser difíciles de deslindar debido a la conversión intracelular de andrógenos en estrógenos. Por ejemplo, el efecto bien definido de andrógenos sobre el hueso calloso en humanos se ha descrito que puede ser debido a la presencia de aromatasa que convierte andrógenos en estrógenos. En cambio, en roedores el efecto de los andrógenos sobre el hueso calloso es debido a la acción directa a través de AR, pues ocurre incluso en ausencia de ER. Los andrógenos también incrementan el hueso cortical vía estimulación tanto del crecimiento radial como del longitudinal. Los andrógenos (al igual que 82 ocurre con los estrógenos) tienen un efecto bifásico sobre la formación del hueso endocondral, mientras que inducen un cierre epifisario al final de la pubertad. Es un efecto menos potente que el de los estrógenos, y en gran medida es debido a la aromatización de los andrógenos y su interacción con el ER, pues las personas genéticamente deficientes en aromatasa o en ER no experimentan la consolidación epifisaria de manera completa. Los andrógenos actuando a través del AR aumentan el crecimiento radial, de modo que los huesos masculinos tienen un periostio más denso. Este efecto de los andrógenos es importante y confiere a los huesos masculinos mayor masa, mayor resistencia y mayores dimensiones a cualquier edad, sobre los huesos femeninos (Figura 17). Los estrógenos en cambio disminuyen la formación de hueso perióstico, pero aumentan la formación de trabecular. Experimentos en ratones, no siempre trasladables a los humanos, pues no tienen el fenómeno de cierre epifisario tras la madurez sexual, sugieren que tanto los AR como los ER actúan en la conformación de hueso radial. El ER parece implicado en la determinación limitante del crecimiento óseo en las mujeres, pero tiene un papel más modesto en la regulación del tamaño de los huesos en el hombre. Una importante aportación al papel de los andrógenos en el metabolismo óseo se deduce de las observaciones realizadas en hombres con hipogonadismo hipogonadotrópico idiopático, o con insensibilidad completa a los andrógenos debido a mutaciones que causan la pérdida de función del RE. En estos pacientes se ha descrito una importante disminución en la masa ósea, y una disminución del volumen trabecular y cortical de los huesos. Los modelos experimentales en ratones han confirmado esos hallazgos, y han añadido que cuando los ratones carecen del enzima 5ª-reductasa, que transforma la testosterona en Dihidrotestosterona (con mayor afinidad por el RA) tienen disminuido el grosor de la capa cortical del hueso, demostrando que es la DHT y no la T la hormona que lleva a cabo tal acción, además de que no se deba a un efecto debido a la aromatización (la DHT no es aromatizable) a estrógenos y actuación vía ER. 83 Finalmente, los andrógenos parecen proteger al hombre de la osteoporosis vía mantenimiento de la masa de hueso calloso y la expansión del hueso cortical. Tales acciones de los andrógenos en hueso son mediadas por un equilibrio entre las acciones directas a través del AR e indirectas a través del ER. Figura 17. Cambios en la densidad mineral ósea y niveles de andrógenos en hombres y mujeres. La aumulación de masa ósea se produce principalmente durante la pubertad, alcanzándose el pico masa ósea entre los 20 y los 30 años en ambos sexos, pero en el hombre el grado de mineralización es mayor, posiblemente debido a la respuesta ósea al mayor peso y actividad física del hombre. La pérdida de masa ósea comienza lentamente a partir del pico central, y es más acusada en la mujer que en el hombre. En particular, la caída al inicio de la menopausia en la mujer es muy notable, pero también en el hombre hay un rápido descenso en función de la disminución de andógenos circulantes. En la parte inferior de la figura se ilustran los cambios en la testosterona circulante a partir de su pico máximo alrededor de los 20 años (nótese que es más de 10 veces mayor en los hombres que en las mujeres). El descenso de los niveles de testosterona a partir del pico máximo sigue patrones de extinción similares en ambos sexos. 84 I.2.6. 2 ANDRÓGENOS Y HUESO FEMENINO Los andrógenos clásicamente se han considerado como las hormonas masculinas, de manera que, en la mujer, siempre se ha dado una mayor importancia al efecto que tenía un exceso de estas hormonas que su déficit. Pero en la mujer hay una producción de andrógenos en el ovario (androstenediona, testosterona y dehidroepiandrosterona (DHEA) y en la suprarrenal (sulfato de dehidroepiandrosterona ([DHEA-S). Al menos el 50% de la testosterona circulante proviene de la conversión periférica de los principales preandrógenos (sobre todo la androstenediona). Los andrógenos ováricos son secretados por las células de la teca bajo el control de la hormona luteinizante (LH), de forma que en una mujer con ciclos ovulatorios la secreción de los mismos tiene un ritmo cíclico. Las suprarrenales liberan grandes cantidades de DHEA y DHEA-S que, a nivel periférico, se convierten en androstenediona y ésta a su vez en testosterona y dihidrostestosterona (DHT), así como en estrógenos por la acción de la aromatasa presente en numerosos tejidos, notablemente en el tejido adiposo. Sólo el 1-2% de la Testosterona circulante es biológicamente activa; el resto está unida a la proteína ligadora de hormonas sexuales (SHBG) y a la albúmina. Existen bastantes pruebas que sugieren un papel importante de los andrógenos en la mujer durante la pubertad. Así debería ser, pues las pacientes con ovarios poliquísticos, con hipersecreción de andrógenos, tienen una masa ósea significativamente mayor que las normales y también alcanzan un mayor pico de densidad ósea. Los cambios en masa ósea en las mujeres con hipersecreción androgénica son más importantes en los huesos de los brazos y en las costillas, de modo que la hiperandrogenicidad no necesariamente afecta al conjunto del esqueleto, sino que existen diferencias regionales339. Los diferentes papeles de ER y AR, descritos más arriba, en hueso trabecular y cortical sugieren que las señales hormonales son modificadas e integradas con diferentes estímulos locales, como las citoquinas y factores de crecimiento producidas localmente por las células óseas y linfocitos (Figura. 18). También 85 tienen importancia las señales procedentes de las acciones mecánicas, provenientes de las tensiones musculares y los efectos de la gravedad sobre el hueso, que incitan la producción local de citoquinas y factores de crecimiento. Figura 18. Factores de diferenciación celular ósea distintos de las hormonas sexuales. El hueso ofrece un complejo panorama de interacciones entre muy diferentes agentes que utilizan muchos mediadores intracelulares, distintos de los receptores de hormonas sexuales. La remodelación ósea comienza con la liberación de citoquinas (IL-6, PGE2, GM-CSF) por los precursores estromales de osteoblastos, que llevan a cabo el reclutamiento y diferenciación de los osteoclastos multinucleados, que comiezan el ataque a la matríz ósea. La reabsorción de la matriz libera factores de crecimiento, como IGF-1 y TGFβ que a su vez recluta nuevos precursores de osteoblastos destinados a la formación de nueva matriz ósea. Los osteoblastos que no llegan a experimentar apoptosis al final de su trabajo quedan enterrados en la matriz ósea y se transforman en osteocitos. Éstos cumplen papeles determinates como mantener el contacto señalizador con las células óseas superficiales, y responder a las demandas del esfuerzo físico sobre el hueso. Símbolos: IL-1, interleukin-1; GM-CSF, granulocyte–macrophage colony-stimulating factor; M-CSF, macrophage colony-stimulating factor; OPG, osteoprotegerin; PGE2, prostaglandin E2; RANKL, receptor activator of NF-κB ligand; TNFα, tumour necrosis factor-α. Fuente: Kawai M., Mödder U.I., Khosla S., Rosen C.F. Emerging therapeutic opportunities for skeletal restoration. Nature Reviews Drug Discovery. 2011; 10(2):141-56.340 En general, el diferente papel de AR y ER en ambos sexos y en cuanto a la respuesta del hueso cortical vs trabecular puede ser debido a cambios adaptativos de los osteoblastos a lo largo de la vida. Así los cambios en el hueso trabecular se acomodan mejor a la remodelación, mientras que los del hueso cortical se adaptan mejor al modelado. 86 Algunos autores han encontrado un descenso (aproximadamente del 15%) en los valores de testosterona y androstenediona en los primeros seis meses de la menopausia. Tras una ooforectomía, tanto la testosterona como la androstenediona descienden en un 50%, lo que pone de manifiesto que la aportación de suprarrenales y ovario es equivalente. Este descenso de la producción de andrógenos en la mujer, con la edad o bien tras una menopausia quirúrgica, se manifiesta como alteraciones en la actividad sexual – no en vano la libido femenina, al igual que la masculina, es inducida por los andrógenos circulantes -, afectación del estado de bienestar, pérdida de energía y un efecto negativo sobre la masa ósea. Dado que este descenso de las cifras plasmáticas de andrógenos comienza en la década que precede a la menopausia, es por lo que estos síntomas se pueden observar ya en los primeros años tras el cese de la menstruación. En los años que preceden a la menopausia la masa ósea está correlacionada con el peso mientras la obesidad lleva a una disminución de los niveles de SHBG de forma que aumenta el porcentaje de testosterona libre. En mujeres premenopáusicas esto puede explicar la relación existente entre obesidad, testosterona libre y aumento de masa ósea. En la mujer postmenopáusica, el papel de los andrógenos está poco documentado. Hay que tener en cuenta que la menopausia está asociada con una caída importante (hasta el 70%) en el nivel circulante de DHEA-S, el principal andrógenos suprarrenal, pero la importancia real de esta caída en la aparición de la osteoporosis es desconocida. No se han encontrado relaciones consistentes entre el nivel circulante de DHEA-S y la densidad mineral ósea. Tampoco se sabe si los potenciales efectos de los andrógenos en el hueso de la mujer postmenopáusica son debidos a la acción directa a través de AR o debidos a la aromatización, y acción indirecta a través de los ER. Es evidente que la influencia relativa de andrógenos y estrógenos y sus respectivos receptores en los procesos de fisiopatología ósea distan mucho aún de ser comprendidos. La enorme demanda de atención por parte de la osteoporosis galopante en la población envejecida, obesa y sedentaria de los 87 países desarrollados exige respuestas que no son fáciles cuando se trata de cuestiones tan intrincadas. Una de las cuestiones importantes a resolver es deslindar las funciones reales del AR en el metabolismo óseo. Esta posibilidad es abordable desde el punto de vista genético, mediante el estudio de los polimorfismos de longitud (CAG)n y (GGC)n del RA, que aportan una visión única sobre la influencia androgénica pura en el hueso, y puede facilitar una imagen excepcional sobre la participación de los andrógenos en la patología de la osteoporosis. I.3 PLANTEAMIENTO E HIPÓTESIS I.3.1 PLANTEAMIENTO DE ESTE ESTUDIO I.3.1.1 POLIMORFISMOS DEL RECEPTOR DE ANDRÓGENOS Y METABOLISMO ÓSEO La participación de los andrógenos en el metabolismo óseo es compleja, y frecuentemente difícil de separar en cuanto que sus acciones pueden ser directas, a través del AR, o indirectas, tras aromatización a estrógenos y acción a través del ER, o de su capacidad anabolizante general a través del eje GH/IGF-1 ya descritas anteriormente. El AR ofrece una posibilidad única de estudio que permite deslindar claramente acciones atribuibles solamente a los andrógenos. Se trata de una condición genética, y por tanto invariable, basada en la existencia de dos polimorfismos de longitud en el gen del RA: un tracto repetitivo del triplete CAG (codifica para glutamina) y un tracto GGN (codifica para poliglicina). El polimorfismo (CAG)n, presente en el exón 1 del gen RA, ha sido estudiado en relación casi con cualquier función androgénica341. Por lo que se refiere al metabolismo óseo, la participación del (CAG)n ha sido estudiada por varios autores con resultados no concluyentes. Han descrito que el (CAG)n tiene una participación que va desde despreciable a positiva sobre la masa ósea. 95 II. OBJETIVOS Es conocida la influencia de los andrógenos en los fenómenos de remodelamiento óseo y también que su participación la realiza actuando en las células del hueso en las que se encuentran sus receptores. Lo que no está inequívocamente descrito, porque no se conoce detalladamente, es el mecanismo íntimo por el que actúan. Los AR son esenciales para que se lleve a cabo la acción. Estos no son homogéneos y uniformes en la especie humana, sino variables en su longitud con numerosos alelos en la población, lo que condiciona su funcionalidad, y lo que es más importante la efectividad del efecto androgénico en las funciones de los genes que regulan. Por otra parte la osteoporosis, enfermedad ampliamente distribuida, y con mayor incidencia en mujeres menopáusicas, supone un escenario con características particulares en el que apreciar y estudiar la influencia de los andrógenos, dado el cambio hormonal propio que condiciona su inicio y evolución. La suma de estos hechos nos sugirieron los siguientes objetivos que planteamos para este estudio. 1. Analizar las características de una muestra poblacional representativa de Canarias en cuanto a factores de riesgo reconocidos de metabolismo óseo y relacionadas con la osteoporosis. 2. Comparar las características anteriores y valorar diferencias, si las hubiera, con los datos obtenidos de estudios de poblaciones caucásicas, tanto de la población general de las Islas Canarias como de otras localizaciones geográficas mundiales. 3. Analizar tanto en hombres como en mujeres, en nuestra población de estudio, la variabilidad de repeticiones de microsatélites (CAG)n y (GGN)n en el gen del AR y por tanto el polimorfismo del AR. 96 4. Comparar la variabilidad de las repeticiones (CAG)n y (GGN)n con la de la población general de Canarias, descrita en estudios realizados sobre la misma, y también con la de otras localizaciones geográficas mundiales. 5. Valorar posibles influencias de las variaciones de longitud de repetición de (CAG)n y (GGN)n sobre los parámetros de estudio de osteoporosis. 6. Analizar el efecto de la combinación de dos longitudes de repetición de (CAG)n y de (GGN)n en las mujeres y especialmente en menopáusicas mediante metodología estadísticas novedosas en este tipo de estudios. 7. Analizar la influencia de algunos factores de riesgo y de las repeticiones de los microsatélites estudiados sobre la probabilidad de desarrollar osteoporosis en mujeres menopáusicas. III. MATERIALES Y MÉTODOS 99 III. MATERIAL Y MÉTODOS III.1 PARTICIPANTES Para la realización del presente trabajo hemos incluido a un grupo de personas que participaron como voluntarios en varios estudios de normalidad, realizados en la Unidad Metabólica Ósea (UMO) del Hospital Universitario Insular de Gran Canaria, y a un grupo de pacientes que fueron estudiados en la misma para descartar o confirmar la existencia de osteoporosis, todo ello en el período comprendido entre el 1 de diciembre de 2011 y el 15 de marzo de 2015. El total de pacientes reclutados para el estudio fue de 371, entre ambos sexos. Todos eran caucásicos. III.1.1 PERMISOS Todos los sujetos fueron detenidamente informados de los objetivos del estudio, el cual fue aprobado por la Comisión de Ética del Hospital Universitario Insular de Gran Canaria y se desarrolló siguiendo las normas de la Declaración de Helsinki346. A todos se les solicitó su consentimiento informado por escrito. III.1.2 OBTENCIÓN DE INFORMACIÓN RELEVANTE DE LOS PARTICIPANTES Y EXPLORACIÓN FÍSICA A los participantes del estudio se les aplicó un cuestionario estandarizado y previamente validado347. La recogida de datos se completó revisando la historia clínica hospitalaria, cuando la había. También se realizó una exploración física completa que incluyó la recogida de datos antropométricos, tallar y pesar a los participantes, con ropa ligera. La talla se midió en bipedestación con los talones, los glúteos, la espalda y la región occipital en contacto con el plano del tallímetro. Estas medidas se efectuaron mediante un tallímetro de 1mm de precisión (Atlántida, Añó Sayol, 100 Barcelona, España), manteniendo la cabeza en el plano de Francfort. La masa corporal se midió mediante una báscula (Atlántida, Añó Sayol, Barcelona, España) de 50 g de precisión, calibrada a 50.0, 70.0 ó 90.0 Kg, mediante masas patrón de la clase M1. El IMC se obtuvo dividiendo el peso en kilos por el cuadrado de la talla en metros. III.1.3 DIAGNÓSTICO DE LAS FRACTURAS Las fracturas vertebrales fueron diagnosticadas por medio de una radiografía lateral de columna dorsolumbar, desde D3 a L5 (Figura 19), aplicando los criterios diagnósticos de Genant348. Figura 19. Radiografía lateral de columna dorsal y lumbar mostrando varias fracturas vertebrales. La presencia de fracturas no vertebrales fue recogida por los informes aportados por los pacientes y posteriormente comprobados por los registros hospitalarios, de nuevo cuando existían. Se consideraron fracturas por fragilidad aquellas producidas por un traumatismo menor o por una caída al suelo como máximo desde la altura de la persona. Se excluyeron las fracturas producidas en accidentes de tráfico y caídas desde una altura elevada, así como las fracturas de cráneo, cara, metacarpo y falanges. 101 III.2 DETERMINACIÓN DE LA DENSIDAD MINERAL ÓSEA III.2.1 DETERMINACIÓN DE LA DENSIDAD MINERAL ÓSEA POR ABSORCIOMETRÍA RADIOLÓGICA DUAL (DXA) La medición de la densidad mineral ósea (DMO) se efectuó tanto en la columna lumbar (L2-L4) como en la extremidad proximal del fémur, utilizando un densitómetro Hologic® QDR-4500 Discovery. Para calcular la T-score se aplicó la fórmula: T-score = (Valor observado – Valor del pico de DMO) / desviación típica del pico de DMO. Los valores del pico de DMO fueron los obtenidos como normales para la población canaria y previamente publicados349,350. Se obtuvo un coeficiente de variación del 0,75 ± 0,16%. Todas las determinaciones de la DMO fueron realizadas por el mismo técnico (JS). III.2.2 DETERMINACIÓN DE PARÁMETROS DE ULTRASONOGRAFÍA CUANTITATIVA (QUS) La ultrasonografía cuantitativa (QUS) se realizó en calcáneo utilizando un ultrasonógrafo Sahara® Hologic. Los parámetros medidos mediante esta técnica fueron: - La atenuación de la onda de ultrasonidos (BUA - Broad-band Ultrasound Attenuation) - La velocidad de la onda (SOS - Speed of Sound) - El índice cuantitativo ultrasonográfico (QUI - Cuantitative Ultrasound Index), también llamado Stiffness, que relaciona mediante un algoritmo los anteriores parámetros, BUA y SOS. 102 III.3 ESTUDIOS DE BIOQUÍMICOS Se obtuvo sangre tras 12 h de ayuno y fue inmediatamente congelada a - 20° grados Celsius (ºC). Se extrajo de esta muestra una alícuota de 200 microlitros (µl) para el estudio de ADN, que también fue congelada a – 80ºC. La descripción de su manejo se describe más adelante. Los parámetros bioquímicos fueron medidos por métodos estandarizados en el laboratorio de bioquímica clínica del Hospital Universitario Insular de Gran Canaria. Los niveles séricos de vitamina D se midieron por inmunoquimioluminiscencia, mediante el método de Nichols (Nichols Institute Diagnostics, San Clemente, CA). Este tiene un coeficiente de variación intraensayo del 3,0-4,5% e interensayo del 7,1-10,0%. Los valores dados por el laboratorio como normales oscilan entre 10 y 68 nanogramos /ml (ng/ml). Las concentraciones de parathormona (PTH) sérica para la molécula intacta se determinaron por inmunoquimioluminiscencia, mediante el método de Nichols Advantage. El rango de normalidad en los adultos oscila entre los 6 y los 40 pg/ml, con un coeficiente de variación interensayo del 7,0-9,2%. La medición de los propéptidos de la fracción amino-terminal del colágeno tipo I y los beta-crosslaps en sangre se realizaron por técnicas previamente descritas351,352. Los restantes parámetros bioquímicos fueron determinados por técnicas colorimétricas. III.4 ANÁLISIS DE LOS POLIMORFISMOS (CAG)N Y (GGC)N La muestra utilizada fue la alícuota obtenida previamente en la extracción realizada para el estudio bioquímico y de marcadores de metabolismo óseo. Procedimos de la siguiente forma. 103 En primer lugar procedimos a la extracción de ADN a partir de 200 µl de sangre usando el kit comercial PCR Template preparation (Roche Applied Science). Seguidamente amplificamos, mediante PCR los fragmentos de los genes del receptor de andrógenos donde se encuentran localizados los microsatélites (CAG)n, (GGC)n. Para esta amplificación usamos parejas de primers que habían sido empleadas con anterioridad en otros estudios353,355. La reacción de amplificación se llevó a cabo en un volumen final de 25 μL, y conteniendo aproximadamente 60 ng de ADN, 200 M de cada dNTP, 1X Fast Start Taq DNA polymerase buffer (Roche Applied Science), 1X GC-rich buffer, 1 unidad de Fast Start Taq DNA polymerase, 2.5 mM MgCl2, y 1.2 M de cada primer (un primer de cada pareja marcado con un fluorocromo). Las condiciones bajo las que llevamos a cabo la amplificación fueron las siguientes: desnaturalización inicial a 95 ºC durante 5’ seguido por 30 ciclos a 95 ºC durante 45’’, 56 ºC 30’’ y 72 ºC 30” en el caso de (CAG)n, y 30 ciclos a 95 ºC durante 1’, 55 ºC 2’ y 72 ºC 2’ para (GGC)n . Finalizó con una extensión a 72 ºC durante 7’. A continuación diluimos el producto de PCR 1:50-1:100 en agua destilada. Un microlitro de esta dilución se mezcló con 10 L de formamida y 0.3 L de GeneScan 500 LIZ Size Standard (Applied Biosystems). La mezcla se desnaturalizó a 95 °C durante 3’ y se dejó enfriar en hielo. Separamos los fragmentos mediante electroforesis capilar usando el analizador ABI Prism 3100 (Applied Biosystems). El tamaño de los fragmentos fue estimado con ayuda del software Gene Scan Analysis V 3.7 (Applied Biosystems). Posteriormente se procedió a la amplificación y secuenciación de estos microsatélites en 48 muestras para las que los fragmentos amplificados mostraron tamaños diferentes. Las condiciones de amplificación fueron idénticas a las descritas anteriormente, a excepción de que los primers utilizados no estaban marcados con fluorocromos. Para la reacción de secuenciación empleamos el kit comercial Big Dye Terminator Sequencing V 3.1 (Applied Biosystems). La electroforesis capilar la llevamos a cabo en un secuenciador automático ABI Prism 3100. 110 Un contraste de hipótesis se considerará estadísticamente significativo cuando el correspondiente p-valor sea menor o igual a 0.05. Los datos se analizaron mediante el paquete R, versión 3.1.0 (R Development Core Team, 2014)360. IV. RESULTADOS 113 IV. RESULTADOS En este estudio transversal el análisis comparativo de las mediciones realizadas y cada uno de los parámetros característicos de los casos no ha mostrado diferencias significativas entre grupos. Sin embargo la búsqueda de asociaciones entre repeticiones de (CAG)n y (GGN)n, con las mediciones de DMO, en el grupo de mujeres y dentro de ellas además en las postmenopáusicas, ha dado como resultado una correlación entre las repeticiones largas del primero y mayor DMO a nivel trocantereo, total de cadera e intertrocantereo. Así mismo, buscando probabilidad de osteoporosis en este grupo concreto se halló una asociación entre cadenas largas y menor probabilidad de la misma. IV.1 CARACTERÍSTICAS DE LOS CASOS De la población recogida en este estudio, 51 fueron hombres, con edades entre los 33 y 74 años. Las mujeres fueron 320, de edades entre 45 y 75 años. De ellas 263 (82,2%) eran postmenopáusicas, mientras que 14 (4,4%) eran perimenopáusicas y el resto, 43 (13,4%), premenopáusicas. De las postmenopáusicas a tres les faltaba algún parámetro de medición por lo que fueron excluidas para el análisis de la relación de estos con los polimorfismos, quedando 126 (48,5%) que presentaban osteoporosis y 134 (51,5%) que no lo hacían. Del estudio de los datos epidemiológicos recogidos, por sexos, se desprenden ligeras diferencias en algunos aspectos relacionados con características, hábitos y factores de riesgo. Excepto en cuatro de ellos en los que se observó diferencia significativa (p< 0,05), los restantes mostraban solamente pequeñas diferencias porcentuales, estadísticamente no significativas, como se puede ver en las tablas 4.1 a 4.3. La edad resultó tener diferencia significativa entre hombres y mujeres, lo que se comprende por los intervalos antes referidos (p< 0,01). En cuanto a la actividad física, hábito que tiene influencia sobre la osteoporosis, mostró cierta diferencia que llegó a ser significativa (p=0,023), vinculada a dos de sus aspectos. La actividad ligera fue un 71% superior en 114 hombres (39,2% vs 22,9%), mientras el sedentarismo lo fue en un 38% para mujeres (70,2% vs 51%), dando la impresión que respecto a este factor hay actitud más adecuada (protectora) por parte de los hombres. En el consumo de alcohol el comportamiento y el resultado es el opuesto, y tambien muestra diferencias significativas (p=0,025). Mantienen los hombres este hábito un 52% más (60,8% vs 43,9%). El tabaquismo si arrojó poderosas diferencias, altamente significativas (p<0,001). Resulta curioso que casi el doble de hombres han tenido o mantienen el consumo (60,8% vs 33,1%) y concuerda con esto que resultan casi un 71% mayor de mujeres no fumadoras (66,9% vs 39,2%). Recordemos que el tabaco en consumo superior a 10 cigarrillos / día se considera un factor de riesgo de osteoporosis361,362. En cuanto a las caídas en el último año resulta llamativo, con alta significación (p=0,014), que superan ligeramente el doble en las mujeres que en los hombres (15,7% vs 32,7%). Con las fracturas se aprecia que hay diferencia porcentual que no resulta estadísticamente significativa, y concretamente en cuanto a las no vertebrales en las que las mujeres superan el doble (21,2% vs 9,8%) de incidencia. En los resultados de las analíticas obtenidas la comparación muestra diferencias estadísticamente significativas en algunos de los datos bioquímicos, de los de actividad de remodelado óseo y del metabolismo cálcico. En concreto hay diferencia entre sexos en el colesterol sérico total siendo algo superior a un 10% en mujeres (p<0,001). Con los parámetros de función renal, creatinina y ácido úrico, sin embargo, ocurrió a la inversa y estaban aumentados significativamente (p<0,001) en hombres. En cuanto a los marcadores de actividad de remodelado solo uno mostró diferencia y fue la fosfatasa ácida tartrato resistente (FATR), indicativa de actividad osteoclástica. Fue superior, fundamentalmente en el rango intercuartílico superior, además de forma significativa (p=0,035). De los parámetros de metabolismo cálcico solo la hormona paratiroidea mostró diferencia significativa (p=0,028), con valores superiores en mujeres incluso en ambos rangos intercuartílicos. 115 De las mediciones de densitometría, tanto por DXA como QUS cabe decir que concuerdan con lo esperable ya que todas son superiores en hombres, con valores de p< 0,001, excepto a nivel lumbar donde es de p=0,002. Finalmente, con respecto a los fármacos utilizados por los sujetos, solo los hipnóticos, mostraron diferencias estadísticamente significativas. Sin embargo, este grupo de fármacos no parece tener relación con la etiopatogenia de la osteoporosis, aunque sí con las caídas y con ellas con el riesgo de fractura. 116 Tabla 4.1 Descripción de la población total y según sexos Total n = 371 Hombres n = 51 Mujeres n = 320 P Edad, años 58.8 ± 15.6 47.4 ± 16.2 60.6 ± 14.7 < .001 Índice de masa corporal, kg/m2, 26.9 ± 5.1 27.1 ± 5.2 26.8 ± 5.1 .717 Actividad física Sedentario Ligera Moderada 247 (67.5) 92 (25.1) 27 (7.4) 26 (51.0) 20 (39.2) 5 (9.8) 221 (70.2) 72 (22.9) 22 (7.0) .023 Nivel socioeconómico Bajo Medio Alto 116 (32.2) 172 (47.8) 72 (20.0) 10 (20.0) 26 (52.0) 14 (28.0) 106 (34.2) 146 (47.1) 58 (18.7) .092 Residencia Rural Urbana 84 (22.9) 283 (77.1) 11 (22.4) 38 (77.6) 73 (23.0) 245 (77.0) .937 Postmenopausia - - 263 (82.2) - Consumo de café 297 (80.1) 41 (80.4) 256 (80.0) .948 Consumo actual de alcohol 171 (46.2) 31 (60.8) 140 (43.9) .025 Tabaquismo, n (%) Fumador actual No fumador Ex – fumador 71 (19.1) 234 (63.1) 66 (17.8) 14 (27.5) 20 (39.2) 17 (33.3) 57 (17.8) 214 (66.9) 49 (15.3) < .001 Hipertensión arterial 134 (36.1) 15 (29.4) 119 (37.2) .283 Diabetes mellitus, n (%) 43 (11.6) 9 (17.6) 34 (10.6) .146 Cardiopatía isquémica 36 (9.7) 3 (5.9) 33 (10.3) .447 Artritis reumatoide 8 (2.2) 1 (2.0) 7 (2.2) 1 Urolitiasis 49 (13.2) 7 (13.7) 42 (13.2) .913 Caídas último año 111 (30.3) 8 (15.7) 103 (32.7) .014 Fracturas No fracturas Sólo no vertebrales Vertebrales 254 (68.5) 73 (19.7) 36 (11.2) 38 (74.5) 5 (9.8) 8 (15.7) 216 (67.5) 68 (21.2) 36 (11.2) .137 Los datos son medias ± SD, medianas (IQR), frecuencias (%). 117 Tabla 4.2 Descripción de la población total y según sexos (continuación) Total n = 371 Hombres n = 51 Mujeres n = 320 P Colesterol sérico total, mg/dL 215.5 ± 43.2 195.4 ± 47.3 218.7 ± 41.6 < .001 Colesterol LDL, mg/dL 132.9 ± 38.2 120.5 ± 34.2 134.7 ± 38.5 .020 Bajo HDL, mg/dL 76 (20.6) 15 (29.4) 61 (19.2) .094 Triglicéridos, mg/dL 101 (76 ; 141) 104 (81 ; 161) 100 (76 ; 139) .132 Glucemia, mg/dL 94 (88 ; 102) 93 (87 ; 105) 94 (88 ; 102) .748 Urea, mg/dL 34 (28 ; 41) 32 (26 ; 40) 34 (28 ; 41) .382 Creatinina, mg/dL 0.89 (0.8 ; 1) 1.1 (0.90 ; 1.1) 0.9 (0.79 ; 1) < .001 Ácido úrico, mg/dL 4.3 (3.6 ; 5.2) 5.3 (4.9 ; 6.3) 4.1 (3.5 ; 5.0) < .001 Calcio, mg/dL 9.8 (9.5 ; 10.2) 10 (9.4 ; 10.4) 9.8 (9.5 ; 10.1) .113 Fósforo sérico, mg/dL 3.5 (3.1 ; 3.8) 3.3 (2.9 ; 3.7) 3.6 (3.1 ; 3.9) .067 Fosfatasa alcalina, U/L 82.5 (68 ; 103.2) 81.5 (67.4 ; 111.8) 82.5 (68.0 ; 98.8) .933 Fosfatasa ácida tartrato resistente, U/L 2.4 (2.1 ; 2.8) 2.2 (2.0 ; 2.4) 2.4 (2.1 ; 2.8) .035 Proteínas totales, g/dL 7.2 (6.9 ; 7.5) 7.4 (7.0 ; 7.7) 7.2 (6.9 ; 7.5) .057 TSH, mUI/L 1.80 (1.23 ; 2.33) 1.80 (1.35 ; 2.20) 1.80 (1.22 ; 2.40) .721 25-HCC, ng/mL 22 (16 ; 28) 22 (18 ; 26) 22 (16 ; 28) .802 Osteocalcina, ng/mL 18.8 (11.4 ; 27.2) 18.5 (11.0 ; 26.7) 18.8 (11.5 ; 27.2) .889 Beta-CrossLaps, ng/mL 0.38 (0.23 ; 0.58) 0.40 (0.22 ; 0.50) 0.40 (0.23 ; 0.60) .967 Hormona paratiroidea, pg/mL 44.6 (32.4 ; 61.3) 39.9 (28.4 ; 49.5) 45.9 (33.0 ; 63.7) .028 PINP procolágeno, ng/mL 42.1 (26.0 ; 58.5) 46.6 (25.4 ; 63.9) 41.8 (26.2 ; 58.2) .589 L2-L4, g/cm2 0.866 ± 0.198 0.939 ± 0.189 0.854 ± 0.177 .002 Cuello femoral, g/cm2 0.698 ± 0.147 0.803 ± 0.174 0.681 ± 0.135 < .001 Total de cadera, g/cm2 0.815 ± 0.172 0.941 ± 0.203 0.795 ± 0.157 < .001 Trocánter, g/cm2 0.610 ± 0.137 0.711 ± 0.156 0.593 ± 0.126 < .001 Intertrocánter, g/cm2 0.953 ± 0.197 1.090 ± 0.232 0.931 ± 0.182 < .001 BUA, dB/MHz * 63.2 ± 19.9 76.8 ± 19.2 61.0 ± 19.2 < .001 SOS, m/s * 1530 ± 32.6 1548 ± 30.3 1527 ± 32.0 < .001 Qui-Stiffness * 82.3 ± 21.5 94.7 ± 20.1 80.3 ± 21.0 < .001 Los datos son medias ± SD, medianas (IQR), frecuencias (%). (*) Las determinaciones QUS 118 Tabla 4.3 Tratamientos Total n = 371 Hombres n = 51 Mujeres n = 320 P Tiazidas Ahora Alguna vez Nunca 38 (10.3) 16 (4.3) 316 (85.4) 5 (9.8) 2 (3.9) 44 (86.3) 33 (10.3) 14 (4.4) 272 (85.3) 1 Estatinas Ahora Alguna vez Nunca 99 (26.8) 21 (5.7) 250 (67.6) 13 (25.5) 1 (2.0) 37 (72.5) 86 (27.0) 20 (6.3) 213 (66.8) .512 Beta-bloqueantes Ahora Alguna vez Nunca 28 (7.6) 13 (3.5) 326 (88.8) 3 (5.9) 1 (2.0) 47 (92.2) 25 (7.9) 12 (3.8) 279 (88.3) .805 Esteroides orales Ahora Alguna vez Nunca 16 (4.3) 23 (6.2) 331 (89.5) 2 (3.9) 4 (7.8) 45 (88.2) 14 (4.4) 19 (6.0) 286 (89.7) .808 Esteroides inhalados Ahora Alguna vez Nunca 5 (1.3) 12 (3.2) 353 (95.5) 2 (3.9) 2 (3.9) 47 (92.2) 3 (0.9) 10 (3.1) 306 (95.9) .161 Sintrom Ahora Alguna vez Nunca 13 (3.5) 9 (2.4) 347 (94.1) 2 (4.0) 1 (2.0) 47 (94.0) 11 (3.4) 8 (2.5) 300 (94.0) .882 Hipnóticos Ahora Alguna vez Nunca 169 (45.9) 112 (30.4) 87 (23.6) 12 (24.0) 17 (34.0) 21 (42.0) 157 (49.4) 95 (29.9) 66 (20.8) < .001 Los datos son frecuencias (%) 119 IV.2 DISTRIBUCIÓN ALÉLICA PARA LOS MICROSATÉLITES (CAG)N Y (GGN)N Dado que en los hombres sólo existe un cromosoma X, y por tanto una única copia del AR, las variables (CAG)n y (GGN)n se corresponden con los números de repeticiones de los correspondientes aminoácidos (ó codones), directamente. Sin embargo, en las mujeres hay dos cromosomas, de los cuales posteriormente se inactiva uno aleatoriamente en cada célula. Así en cada mujer encontramos dos posibles copias del gen AR, con dos posibles longitudes de repetición o polimorfismos del AR. Considerando esto podemos ver en la figura 20 la distribución que hemos obtenido de la medición realizada en nuestro estudio. Se obtuvieron datos genotípicos, válidos para el estudio, de 371 casos (51 hombres y 320 mujeres), hallándose, conjuntamente, 22 alelos de longitudes comprendidas entre las 10 y 33 repeticiones para (CAG)n. El alelo con mayor frecuencia de presentación fue el de 19 repeticiones, seguido por los de 21 y 24. La distribución del alelo (CAG)n se ajusta a una distribución normal. Para (GGN)n el número de alelos fue de 18, con longitudes entre 12 y 30 repeticiones. El de mayor frecuencia fue el de 23 seguido del de 24. En este caso, la distribución del alelo (GGN)n no se ajustó a una distribución normal. Respecto a esta distribución cabe señalar que destaca la amplitud de variabilidad en longitudes de las repeticiones (CAG)n frente a la limitación de las mismas en el caso de las (GGN)n, lo que después veremos tiene una importancia sobre la asociación de la variabilidad y la DMO. 126 Según estos criterios anteriores los hombres también fueron clasificados en una u otra categoría, atendiendo al número de repeticiones en ambos alelos. Fueron 40 los que presentaron cadenas cortas de (CAG)n y 11 largas, mientras 37 mostraron cadenas cortas y 14 largas para (GGN)n, tal como se ve en las tablas 5.3 y 5.4. Tanto en el grupo de mujeres como en el de hombres no destacan diferencias significativas en ninguno de las variables consideradas en relación con la longitud de las diferentes cadenas. No parece sostenerse ninguna asociación a tenor de los datos reflejados en las cuatro tablas anteriores con la metodología aplicada de considerar cada una de las repeticiones (CAG)n o (GGN)n por separado, y categorizar la longitud de los tractos acorde a la media de la distribución de cada uno las repeticiones en la población estudiada356. IV.3 ANÁLISIS DE LA INFLUENCIA DE LOS ALELOS (CAG)N Y (GGN)N DEL GEN DEL RECEPTOR ANDROGÉNICO PRESENTES EN CADA INDIVIDUO CON VARIABLES RELEVANTES EN OSTEOPOROSIS En orden a determinar la influencia de las eventuales asociaciones entre las longitudes de las repeticiones (CAG)n y (GGN)n presentes en el gen del AR en cada individuo con la edad, IMC, los marcadores bioquímicos (especialmente aquellos relacionados con la formación y destrucción de hueso) y las mediciones de DMO, se realizaron diversos análisis de correlaciones. Para los hombres se obtuvieron las correlaciones de cada uno de los referidos marcadores con ambas repeticiones (CAG)n y (GGN)n. En el subgrupo de mujeres se obtuvieron por separado correlaciones de los marcadores con las variables sCAG, lCAG y la media aritmética de ambas. En todos los casos se utilizó el método de Spearman y los resultados pueden verse para mujeres en las tablas 6.1 a 6.3. Se puede apreciar en estas que, aunque mayoritariamente no se hallaron correlaciones significativas, algunas variables si las presentaron. En el caso de las mujeres y las lCAG con la DXA de trocánter mostró tendencia a la significancia (p=0,073). Con las sGGN hubo 127 dos variables con correlación significativa y una tercera con tendencia a ella. Las dos primeras fueron la Osteocalcina (p=0,015) y el PINP procolágeno (p=0,047) y la tercera el BUA (p=0,079). Las lGGN si mostraron una correlación con alta significación (p=0,014). En el caso de las repeticiones medias de las mujeres hubo una única correlación con tendencia a la significación. Curiosamente coincide con las CAG y la DXA de trocánter (p=0,073). Para los hombres los datos se recogen en la tabla 6.4. Solo aparece un dato con significación (p=0,037) y correlaciona el ácido úrico con el GGN. Hay cuatro variables más que presentan tendencia a la significación, las tres primeras con el CAG y son Colesterol-HDL (p=0,086), Urea (p=0,084) y FATR (p=0,077). 128 Tabla 6.1. Correlaciones de Spearman entre las repeticiones (CAG)n y los marcadores (mujeres) S-CAG L-CAG Correlación P Correlación P IMC 0.025 0.651 -0.033 0.563 Glucemia 0.077 0.168 0.024 0.665 Colesterol total 0.055 0.326 -0.043 0.451 Colesterol-LDL 0.053 0.360 -0.050 0.383 Triglicéridos 0.003 0.957 -0.034 0.544 Colesterol-HDL 0.046 0.413 0.043 0.448 Urea 0.002 0.978 0.004 0.940 Creatinina 0.016 0.778 -0.009 0.870 Ácido úrico -0.037 0.507 -0.019 0.740 Calcio 0.047 0.400 -0.040 0.478 Fósforo 0.093 0.100 0.028 0.615 Fosfatasa alcalina 0.159 0.117 -0.016 0.878 Fosfatasa ácida tartrato resistente 0.031 0.594 0.054 0.350 Proteínas totales 0.062 0.268 0.078 0.165 TSH -0.030 0.600 -0.030 0.609 25-HCC 0.023 0.702 0.032 0.599 Osteocalcina 0.035 0.543 0.044 0.439 Beta-crosslaps 0.037 0.549 0.020 0.752 PTH 0.039 0.491 0.068 0.235 PINP procolágeno -0.026 0.698 -0.021 0.761 L2-L4 0.027 0.637 0.059 0.297 Cuello femoral -0.002 0.976 0.029 0.610 Total de cadera 0.030 0.594 0.082 0.148 Trocánter 0.047 0.406 0.101 0.073 Intertrocánter 0.022 0.698 0.071 0.215 Bua 0.057 0.386 0.052 0.431 SOS 0.057 0.386 0.017 0.798 Qui-Stiffness 0.053 0.426 0.007 0.916 129 Tabla 6.2. Correlaciones de Spearman entre las repeticiones (GGN)n y los marcadores (mujeres) S-GGN L-GGN Correlación P Correlación P IMC 0.089 0.113 0.075 0.182 Glucemia -0.084 0.134 -0.008 0.882 Colesterol total 0.051 0.365 -0.017 0.767 Colesterol-LDL 0.018 0.758 -0.025 0.664 Triglicéridos 0.015 0.784 -0.029 0.613 Colesterol-HDL 0.016 0.778 -0.014 0.800 Urea 0.001 0.991 -0.084 0.139 Creatinina 0.012 0.826 -0.053 0.352 Ácido úrico -0.004 0.944 -0.061 0.281 Calcio -0.018 0.748 -0.010 0.863 Fósforo -0.069 0.222 -0.085 0.133 Fosfatasa alcalina -0.128 0.209 -0.015 0.883 Fosfatasa ácida tartrato resistente -0.057 0.321 0.141 0.014 Proteínas totales -0.089 0.113 -0.042 0.454 TSH 0.123 0.034 0.033 0.567 25-HCC -0.004 0.947 -0.080 0.186 Osteocalcina -0.138 0.015 -0.083 0.146 Beta-crosslaps -0.106 0.089 -0.001 0.984 PTH 0.023 0.683 -0.011 0.842 PINP procolágeno -0.134 0.047 -0.061 0.371 L2-L4 0.007 0.908 0.040 0.483 Cuello femoral 0.002 0.974 0.088 0.119 Total de cadera -0.030 0.599 0.054 0.343 Trocanter -0.022 0.696 0.007 0.903 Intertrocanter -0.037 0.511 0.053 0.353 Bua -0.116 0.079 -0.071 0.287 SOS -0.068 0.302 0.007 0.911 Qui-Stiffness -0.087 0.186 -0.024 0.720 130 Tabla 6.3. Correlaciones de Spearman entre las repeticiones medias (CAG)n y (GGN)n y los marcadores (mujeres) CAG GGN Correlación P Correlación P IMC -0.015 0.797 0.078 0.166 Glucemia 0.049 0.382 -0.060 0.289 Colesterol total 0.003 0.959 -0.005 0.934 Colesterol-LDL 0.001 0.987 -0.027 0.639 Triglicéridos -0.028 0.617 -0.004 0.941 Colesterol-HDL 0.061 0.280 -0.009 0.878 Urea 0.000 0.998 -0.030 0.591 Creatinina -0.008 0.887 -0.029 0.605 Ácido úrico -0.047 0.403 -0.036 0.530 Calcio 0.003 0.961 0.001 0.982 Fósforo 0.073 0.199 -0.071 0.211 Fosfatasa alcalina 0.069 0.502 -0.101 0.324 Fosfatasa ácida tartrato resistente 0.048 0.405 0.072 0.213 Proteínas totales 0.084 0.137 -0.067 0.237 TSH -0.027 0.648 0.089 0.125 25-HCC 0.045 0.454 -0.050 0.405 Osteocalcina 0.059 0.301 -0.096 0.093 Beta-crosslaps 0.045 0.475 -0.016 0.799 PTH 0.066 0.245 0.028 0.627 PINP procolágeno -0.025 0.709 -0.048 0.483 L2-L4 0.052 0.357 0.034 0.543 Cuello femoral 0.029 0.610 0.055 0.331 Total de cadera 0.075 0.183 0.015 0.787 Trocanter 0.101 0.073 -0.012 0.835 Intertrocanter 0.061 0.286 0.012 0.839 Bua 0.073 0.268 -0.094 0.157 SOS 0.047 0.482 -0.017 0.794 Qui-Stiffness 0.041 0.538 -0.048 0.473 131 Tabla 6.4. Correlaciones de Spearman entre las repeticiones (CAG)n y (GGN)n y los marcadores (hombres) CAG GGN Correlación P Correlación P IMC -0.006 0.967 -0.081 0.571 Glucemia -0.102 0.479 0.079 0.586 Colesterol total 0.180 0.206 -0.053 0.712 Colesterol-LDL -0.049 0.751 0.081 0.599 Triglicéridos 0.049 0.731 -0.142 0.322 Colesterol-HDL 0.243 0.086 -0.138 0.335 Urea -0.245 0.084 0.089 0.536 Creatinina 0.048 0.736 -0.050 0.727 Ácido úrico 0.036 0.805 -0.293 0.037 Calcio 0.229 0.107 -0.231 0.103 Fósforo 0.021 0.883 0.257 0.069 Fosfatasa alcalina -0.174 0.552 0.084 0.776 Fosfatasa ácida tartrato resistente -0.252 0.077 0.193 0.180 Proteínas totales 0.093 0.520 -0.104 0.472 TSH 0.016 0.913 0.099 0.501 25-HCC -0.072 0.622 -0.059 0.686 Osteocalcina 0.159 0.270 -0.173 0.229 Beta-crosslaps 0.184 0.237 -0.057 0.715 PTH -0.174 0.226 -0.171 0.237 PINP procolágeno 0.173 0.300 -0.033 0.843 L2-L4 0.083 0.564 0.084 0.559 Cuello femoral 0.133 0.353 -0.038 0.790 Total de cadera 0.056 0.698 -0.021 0.885 Trocanter 0.012 0.933 -0.008 0.956 Intertrocanter 0.020 0.891 -0.035 0.809 Bua 0.126 0.453 0.140 0.402 SOS -0.118 0.481 -0.016 0.927 Qui-Stiffness -0.097 0.561 -0.004 0.982 132 En los hombres, como se puede apreciar (figuras 23.1 y 23.2), no hubo variabilidad suficiente de alelos (GGN)n, lo que hizo casi imposible poder establecer una asociación de estos con la DMO, en las zonas medidas. Tampoco mostró asociación la longitud de repetición de (CGA)n con la DMO, a pesar de si mostrar mayor variabilidad. Centrándonos en el estudio del subgrupo de mujeres, por la mayor calidad de los datos, establecimos un valor sCAG, con el que se representa el mínimo de repeticiones del (CAG)n entre ambas copias, y otro, lCAG, que representa el máximo de las mismas, se realizaron medias aritméticas ponderadas. De su análisis se obtuvo un vector determinado por el número de repeticiones y por un factor de ponderación, q. En orden a establecer en qué modo el vector se asociaba, o podía influir sobre un determinado marcador DXA ó QUS, seleccionamos aquel valor de que maximizaba su asociación con la media ponderada, de ambos valores extremos antes referidos. Si el valor fue nulo ó próximo a cero significó que la copia del AR que influye fue la de mayor número de réplicas. Al contrario valores iguales o próximos a la unidad indicaron que son los alelos cortos los que tenían asociación con el marcador considerado. Valores distantes de ambos extremos podrían interpretarse en el sentido que en ocasiones sería el brazo largo el influyente, pero en otras, el corto. En la figura 21 se muestran las funciones para la asociación CAG con los marcadores DXA L2-L4, total de cadera, trocánter e intertrocánter (para el cuello femoral no se encontró asociación). Salvo para la L2-L4, se encontró que para valores de q = 0 (total de cadera e intertrocánter) ó q = 0,23 (trocánter), la asociación fue significativa (muy clara en el caso del trocánter). Para la L2-L4 no se obtuvo significación para el nivel de .05, pero el p-valor fue inferior a 0,1. Estos resultados sugieren que es la cadena larga de repeticiones la que influye sobre los referidos marcadores. Se dan con las mediciones de DMO por DXA pero no por QUS (no mostrados). 133 Figura 21. Modelos aditivos para los marcadores DXA en mujeres según edad, índice de masa corporal y media ponderada de las repeticiones (CAG)n. Los gráficos muestran los p-valores correspondiente al efecto de las medias ponderadas de las repeticiones (CAG)n según coeficiente de ponderación q. Nótese que las asociaciones máximas se obtienen para valores de q nulos o próximos a cero. Ello significa que el efecto de las cadenas largas de repeticiones (CAG)n es mayor que el de las cortas, siendo el de las últimas no significativo en todos los casos. 134 Además con intención de determinar la eventual asociación entre la presencia de osteoporosis y repeticiones de (CAG)n, ajustado por edad e IMC se utilizó un modelo logístico aditivo para la osteoporosis. Se consideró para cada uno de los marcadores de DMO (DXA y QUS) la familia de modelos aditivos, que dependen del coeficiente de ponderación q. Los modelos estimados se muestran en las figuras 22.1, a 22.4. En todos los casos (localizaciones de medición), el aumento de la edad se asocia con decrecimiento del marcador DXA. El aumento del IMC lo hace con crecimiento de la DXA (resultados recogidos en la literatura). Las repeticiones (CAG)n muestran un efecto protector débil, pero estadísticamente significativo, de la DMO, ya que se observa un suave crecimiento de la función con el incremento del número de cadenas. Nótese además que los splines resultantes son lineales para las repeticiones (CAG)n. Lo son para todas excepto para la asociación de edad en L2-L4. La asociación de las repeticiones largas con las mediciones de DMO, en concreto mediante DXA, se aprecia en la tabla 7. Se puede constatar como la mejor asociación se obtiene para q=0, lo que recordemos significa que la mayor asociación corresponde con las repeticiones largas y por tanto es exclusiva de ella. Las próximas a cero tienen la mayor influencia de las mismas repeticiones. Lo primero ocurre con las mediciones de total de cadera e intertrocanter y lo segundo en trocánter. En la medición lumbar la asociación no es significativa y la q= 0,41 habla de una asociación mixta entre ambos tipos de repeticiones. Entre QUS y las repeticiones de (CAG)n no se obtiene asociación por ninguno de los métodos empleados. 135 Tabla 7. Modelos aditivos para los marcadores DXA en mujeres según edad, índice de masa corporal y media ponderada de las repeticiones (CAG)n. La tabla muestra el coeficiente de ponderación (q) para el que el p-valor es mínimo (mayor asociación), el p-valor y el efecto de las repeticiones (CAG)n sobre la DXA Tipo de determinación Marcador q-óptimo P-valor Efecto* DXA L2-L4 0.41 .0995 Creciente Cuello femoral 0 .2360 NS Total de cadera 0* .0512 Creciente Trocánter 0.23 .0251 Creciente Intertrocánter 0* .0493 Creciente QUS BUA 0.37 0.3165 NS SOS 0.68 .5588 NS Qui-Stiffness 1 .5132 NS (*) Implica que el efecto es exclusivo del brazo largo de las repeticiones (CAG)n 142 Figura 23.2. Correlaciones de Spearman entre las repeticiones (GGN)n y los marcadores DXA y QUS en hombres 143 IV.4 ANALISIS DE ASOCIACIÓN DE ALELOS (CAG)N DEL GEN DEL RECEPTOR DE ANDRÓGENOS Y DMO EN MUJERES POSTMENOPAUSICAS Con la intención de discriminar si la asociación del lCAG con la DMO, descrito en el subgrupo de mujeres, era consecuencia de la heterogeneidad de la cohorte femenina, se analizó el subgrupo de postmenopáusicas. Se llevó a cabo con la misma sistemática, y sometiendo a los mismos análisis estadísticos descritos anteriormente, a este subgrupo de 261 mujeres postmenopáusicas que tenían completo el genotipado (CAG)n y (GGN)n. Al categorizar los datos acordes con la media de la población estudiada, fueron 100 las que mostraron el genotipo SS, 124 SL y 37 LL. Excepto para una variable, que es el IMC, no se apreciaron, asociaciones significativas con los diferentes grupos, tal como se ve en la tabla 8.1 y 8.2, El IMC (p=0,057) parece ser mayor en el grupo LL. que en los otros dos, lo que podría estar relacionado con mayor efecto de estas repeticiones. Los restantes parámetros epidemiológicos, hábitos, factores de riesgo y mediciones de DMO, no presentaron asociación. En el análisis basado en los modelos aditivos aplicado a las mujeres postmenopáusicas se confirma que las medias ponderadas entre cadenas largas y cortas, se asocian claramente con la DXA en cadera (p=0,034) y trocánter (p=0,006) con un mayor peso de las cadenas largas de (CAG)n. La evidencia de asociación es más débil en intertrocánter (p=0,066) y en zona lumbar (p=0,080). 144 Tabla 8.1. Subgrupo de mujeres postmenopáusicas: clasificación según las longitudes de las repeticiones (CAG)n SS N = 100 SL N = 124 LL N = 37 P Edad, años 64.1 ± 10.5 65.6 ± 11.5 67.0 ± 9.3 .342 Índice de masa corporal, kg/m2, 27.5 ± 4.3 26.6 ± 5.0 28.6 ± 5.3 .057 Calcio, mg/dL 9.8 (9.3 ; 10.1) 9.8 (9.43 ; 10.1) 9.8 (9.5 ; 10.1) .681 Fósforo sérico, mg/dL 3.6 (3.2 ; 3.9) 3.5 (3.1 ; 3.8) 3.6 (3.2 ; 3.8) .400 Fosfatasa alcalina, U/L 84.5 (68.0 ; 108) 87 (67.5 ; 96) 86 (79 ; 99) .912 Fosfatasa ácida tartrato resistente, U/L 2.4 (2.1 ; 2.6) 2.4 (2.0 ; 2.9) 2.5 (2.1 ; 3.1) .312 Proteínas totales, g/dL 7.1 (6.8 ; 7.4) 7.2 (6.9 ; 7.5) 7.2 (6.9 ; 7.6) .219 TSH, mUI/L 1.8 (1.2 ; 2.3) 1.9 (1.28 ; 2.7) 1.9 (1.3 ; 2.5) .645 25-HCC, ng/mL 20 (16 ; 26) 21.9 (15.7 ; 28.1) 23.1 (15.9 ; 31) .626 Osteocalcina, ng/mL 18.1 (9.9 ; 25.8) 19.3 (13.0 ; 28.8) 18.3 (12.0 ; 24.9) .536 Beta-CrossLaps, ng/mL 0.4 (0.23 ; 0.6) 0.4 (0.24 ; 0.6) 0.3 (0.24 ; 0.6) .694 Hormona paratiroidea, pg/mL 43.2 (31.4 ; 62.3) 49.5 (36.5 ; 72.7) 48.6 (34.8 ; 77.1) .190 PINP procolágeno, ng/mL 43.3 (24.5 ; 59.1) 42.0 (31.1 ; 59.5) 33.2 (22.4 ; 49.3) .336 L2-L4, g/cm2 0.813 ± 0.142 0.831 ± 0.183 0.853 ± 0.172 .436 Cuello femoral, g/cm2 0.665 ± 0.143 0.639 ± 0.143 0.639 ± 0.109 .560 Total de cadera, g/cm2 0.773 ± 0.118 0.777 ± 0.166 0.771 ± 0.125 .963 Trocánter, g/cm2 0.568 ± 0.131 0.580 ± 0.131 0.585 ± 0.113 .667 Intertrocánter, g/cm2 0.914 ± 0.143 0.911 ± 0.204 0.908 ± 0.157 .982 Bua, dB/MHz 59.2 ± 14.8 59.0 ± 19.3 56.5 ± 14.1 .782 SOS, m/s 1521 ± 24.2 1520 ± 29.6 1516 ± 25.1 .763 Qui-Stiffness 77.9 ± 19.5 75.3 ± 19.4 73.7 ± 15.8 .600 Caídas en el último año 34 (34.0) 46 (38.0) 18 (48.6) .292 Fracturas No fracturas Sólo no vertebrales Vertebrales 62 (62.0) 25 (25.0) 13 (13.0) 81 (65.3) 24 (19.4) 19 (15.3) 24 (64.9) 11 (29.7) 2 (5.4) .423 Longitud de las repeticiones (CAG)n: SS = Ambas copias < 23; SL = sólo una copia < 23; LL = Ambas copias ≥ 23. Los datos son medias ± SD, medianas (IQR), frecuencias (%). 145 Tabla 8.2. Subgrupo de mujeres postmenopáusicas: clasificación según las longitudes de las repeticiones CAG SS N = 100 SL N = 124 LL N = 37 P L2-L4, g/cm2 0.809 (0.778 ; 0.840) 0.839 (0.812 ; 0.867) 0.835 (0.784 ; 0.886) .338 Cuello femoral, g/cm2 0.657 (0.635 ; 0.678) 0.670 (0.651 ; 0.689) 0.632 (0.597 ; 0.666) .166 Total de cadera, g/cm2 0.763 (0.739 ; 0.786) 0.791 (0.770 ; 0.812) 0.753 (0.715 ; 0.791) .105 Trocánter, g/cm2 0.561 (0.541 ; 0.580) 0.590 (0.572 ; 0.608) 0.573 (0.540 ; 0.605) .088 Intertrocánter, g/cm2 0.901 (0.873 ; 0.930) 0.928 (0.902 ; 0.955) 0.885 (0.837 ; 0.933) .203 Bua, dB/MHz 57.9 (54.1 ; 61.7) 59.7 (56.6 ; 62.9) 57.0 (50.9 ; 63.1) .652 SOS, m/s 1519 (1513 ; 1525) 1521 (1516 ; 1526) 1517 (1507 ; 1527) .778 Qui-Stiffness 75.1 (71.2 ; 79.1) 77.0 (73.7 ; 80.2) 74.3 (68.0 ; 80.6) .671 Los datos son medias ajustadas por edad e IMC (IC – 95%) En cadera y en intertrocánter, el valor óptimo de q es cero, lo que significa que la mejor asociación da todo el peso a la cadena larga de (CAG)n. En trocánter, prácticamente, ocurre lo mismo (q = 0.09). En la zona lumbar sin embargo, el q óptimo es 0.32, lo que estaría indicando que el tamaño de la cadena corta de (CAG)n influye en la DMO lumbar. Ver tabla 9, Fig. 24. 146 Tabla 9. Modelos aditivos para los marcadores DXA en mujeres postmenopáusicas según edad, índice de masa corporal y media ponderada de las repeticiones (CAG)n. La tabla muestra el coeficiente de ponderación (q) para el que el p-valor es mínimo (mayor asociación), el p-valor y el efecto de los repeticiones (CAG)n sobre la DXA Tipo de determinación Marcador q-óptimo P-valor Efecto* DXA L2-L4 0.32 .080 Creciente Cuello femoral 0 .265 NS Total de cadera 0* .034 Creciente Trocánter .09 .006 Creciente Intertrocánter 0* .066 Creciente QUS BUA 0.58 0.263 NS SOS 0.64 .485 NS Qui-Stiffness 1 .441 NS (*) Implica que el efecto es exclusivo del brazo largo de las repeticiones CA También el resultado del análisis de la asociación de cada uno de las mediciones de DMO con edad, IMC y las repeticiones de (CAG)n arroja resultados similares al del conjunto de las mujeres, ya comentado. Se pueden apreciar en las gráficas 25.1 a 25.5. 147 Figura 24. Modelos aditivos para los marcadores DXA en mujeres postmenopáusicas según edad, índice de masa corporal y media ponderada de las repeticiones (CAG)n. Los gráficos muestran los pvalores correspondiente al efecto de las medias ponderadas de las repeticiones (CAG)n según coeficiente de ponderación q. Nótese que las asociaciones máximas se obtienen para valores de q nulos o próximos a cero. Ello significa que el efecto de las cadenas largas de repeticiones (CAG)n es mayor que el de las cortas, siendo el de las últimas no significativo en todos los casos. 148 Figura 25.1. Modelo aditivo para la DXA en el L2-L4 (mujeres postmenopáusicas). El efecto de la media ponderada es cuasi-significativamente creciente (p = 0,080) 149 Figura 25.2. Modelo aditivo para la DXA en el total de cadera (mujeres postmenopáusicas). El efecto de la media ponderada es significativamente creciente (p = 0,034) 150 Figura 25.3. Modelo aditivo para la DXA en trocánter (mujeres postmenopáusicas). El efecto de la media ponderada es significativamente creciente (p = 0,006) 151 Figura 25.4. Modelo aditivo para la DXA en el intertrocánter (mujeres postmenopáusicas). El efecto de la media ponderada es cuasi-significativamente creciente (p = 0,066)