Relatório de estágio efetuado no Biotério de Organismos

Relatório de estágio efetuado no Biotério de Organismos Aquáticos Duarte Miguel Pires Veríssimo Mestrado em Recursos Biológicos Aquáticos Departamento de Biologia, 2015 Orientador Hugo Gabriel Maia da Silva Santos, Mestre Coorientador Professor Doutor Aires Manuel Pereira de Oliva Teles, Professor Catedrático, Faculdade de Ciências da Universidade do Porto Todas as correções determinadas pelo júri, e só essas, foram efetuadas. O Presidente do Júri, Porto, ______/______/_________ FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 1 Agradecimentos Em primeiro lugar quero agradecer aos meus pais e restante família por sempre me terem apoiado e incentivado a concluir os meus estudos e a dar o melhor de mim sempre que possível; sem eles nada disto teria sido possível. Quero também agradecer à minha noiva por toda a sua paciência e dedicação e por ter feito tudo ao seu alcance para que este estágio corresse da melhor maneira, e ainda à sua família que sempre se demonstrou disponível naquilo que fosse preciso. Quero também agradecer à fantástica equipa do BOGA (Hugo Santos, Olga Martinez e Ricardo Branco) por tornar este estágio curricular numa experiência enriquecedora e por me fazerem sentir parte da família CIIMAR. Aprendi imenso com todos eles. Quero dedicar um obrigado especial ao Hugo Santos por ter sido o meu orientador de estágio e por toda a sua dedicação e disponibilidade em torno do meu relatório para que ficasse o melhor possível. Quero também agradecer a todos os restantes estagiários que colaboraram comigo durante o meu estágio. Um obrigado também à restante família CIIMAR, que de uma maneira ou outra contribuiu para que este estágio se tornasse numa experiência de vida ainda mais rica. Um agradecimento especial também ao meu co-orientador e professor Aires Oliva Teles por toda a sua disponibilidade e paciência e por me ter ajudado em tudo o que lhe fosse possível. Quero ainda agradecer aos meus amigos e colegas que sempre me apoiaram durante este estágio e que me deram força para ser melhor ao longo deste ano. O meu sincero obrigado a todos! FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 2 Resumo Os organismos aquáticos são utilizados para a investigação científica, mas para que os resultados dos investigadores sejam fidedignos é necessário promover o bemestar animal antes, durante e após a experimentação. Este estágio realizou-se no Biotério de OrGanismos Aquáticos (BOGA) que faz parte integrante do Centro Interdisciplinar de Investigação Marinha e Ambiental (CIIMAR). A principal função do BOGA é auxiliar os investigadores na realização de ensaios experimentais assim como manter os organismos nas melhores condições para que a sua utilização em ensaios experimentais decorra da melhor forma. A manutenção dos organismos nas melhores condições requer a monitorização de diversos fatores, nomeadamente aqueles que garantem a qualidade da água. Os principais parâmetros da qualidade da água que devem ser controlados são a temperatura, a salinidade, o pH, o oxigénio dissolvido, a amónia e o nitrito. A alteração destes fatores pode desencadear um nível de stresse elevado o que faz com que os organismos estejam mais vulneráveis a possíveis infeções ou doenças. No BOGA existem diversos organismos aquáticos, e os sistemas utilizados para a sua permanência estão adaptados às suas características. Existem espécies de água salgada, salobra e doce, e dentro destas categorias existem ainda os organismos de água fria e os de água quente. A manutenção e experimentação com organismos aquáticos é efetuada através da utilização de sistemas aquáticos de recirculação, sendo que a qualidade da água é garantida pela inclusão de sistemas de filtragem completos (filtragem mecânica, biológica e química). Alguns dos sistemas existentes apresentam também equipamentos adicionais, tais como, desinfeção por UV, ozonizador, entre outros. O transporte destes organismos aquáticos deverá ser efetuado em condições controladas de forma a interferir o mínimo possível com as condições fisiológicas dos animais. Com esse objetivo, a definição de um protocolo de transporte de organismos aquáticos é fundamental para garantir as melhores condições dos animais a serem transportados bem como o material necessário para que esse transporte seja efetuado de forma rápida, eficaz e segura tanto para os organismos como para aqueles que os transportam. Palavras-chave: BOGA, organismos aquáticos, bem-estar animal, sistemas aquáticos de recirculação (RAS), transporte de organismos aquáticos FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 3 Abstract Aquatic organisms are used for scientific research, but for the results of researchers being reliable it is necessary to promote animal welfare before, during and after the trial. This internship took place in the Bioterium of Aquatic Organisms (BOGA) which is an integral part of the Interdisciplinary Centre for Marine and Environmental Research (CIIMAR). The main function of BOGA is to assist investigators in conducting experimental tests and to maintain the organisms in best conditions for their use in experimental trials runs in the best way. The maintenance of the organisms in top conditions requires monitoring of several factors, namely those that guarantee water quality. The main parameters of the water quality to be controlled are temperature, salinity, pH, dissolved oxygen, ammonia and nitrite. Changing these factors can trigger a high stress level which means that organisms are most vulnerable to possible infections or diseases. In BOGA there are many aquatic organisms, and systems used for their stay are adapted to their characteristics. There are species of saltwater, brackish water and fresh water, and within these categories there are the organisms of cold water and hot water. The maintenance and testing is performed with aquatic organisms through the use of water recirculation systems, and the water quality is guaranteed by the inclusion of full filtering systems (mechanical, biological and chemical filtration). Certain existing systems also provide additional equipment, such as UV disinfection, ozonizer, among others. The transport of these aquatic organisms should be carried out under controlled conditions in order to interfere as little as possible to the physiological conditions of animals. To that end, the definition of an aquatic transport protocol is critical to ensure the best conditions of animals to be transported as well as the necessary materials so that such transport is carried out in a fast, effective and safe for animals, and for those carrying them. Key-words: BOGA, aquatic organisms, animal welfare, recirculation aquatic systems (RAS), transport of aquatic organisms FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 4 Índice: 1. Lista de Figuras, Tabelas e Abreviaturas ------------------------------------------pág.6 1.1 Figuras --------------------------------------------------------------------------------pág.6 1.2 Tabelas -------------------------------------------------------------------------------pág.8 1.3 Abreviaturas -------------------------------------------------------------------------pág.9 2. Introdução ------------------------------------------------------------------------------pág.10 2.1 Biotério de Organismos Aquáticos (BOGA) --------------------------------pág.10 2.2 Legislação --------------------------------------------------------------------------pág.11 2.3 Sistemas Aquáticos de Recirculação (RAS) -------------------------------pág.12 2.3.1 Filtração mecânica -----------------------------------------------------pág.13 2.3.1.1 Tanque de decantação -------------------------------------pág.14 2.3.1.2 Filtração por tela, lã sintética ou esponja ---------------pág.14 2.3.1.3 Filtro de meio granular -------------------------------------pág.15 2.3.2 Filtração biológica ------------------------------------------------------pág.16 2.3.2.1 Nitrificação ----------------------------------------------------pág.16 2.3.2.2 Biofiltros em cascata ----------------------------------------pág.18 2.3.2.3 Biofiltro submerso -------------------------------------------pág.18 2.3.2.4 Biofiltro de leito fluído ---------------------------------------pág.19 2.3.2.5 Ativação do biofiltro -----------------------------------------pág.20 2.3.3 Outros tratamentos -----------------------------------------------------pág.20 2.3.3.1 Filtração por carvão ativado -------------------------------------pág.20 2.3.3.2 Escumadores -------------------------------------------------------pág.21 2.3.3.3 Ultravioleta ----------------------------------------------------------pág.22 2.3.3.4 Ozono -----------------------------------------------------------------pág.22 2.3.3.5 Cloro ------------------------------------------------------------------pág.23 2.3.4 Qualidade da água ------------------------------------------------------pág.23 2.3.4.1 Temperatura --------------------------------------------------pág.24 2.3.4.2 Oxigénio dissolvido -----------------------------------------pág.24 2.3.4.3 Amónia ---------------------------------------------------------pág.25 2.3.4.4 Nitrito -----------------------------------------------------------pág.26 2.3.4.5 Nitrato ----------------------------------------------------------pág.26 2.3.4.6 pH ---------------------------------------------------------------pág.26 2.3.4.7 Alcalinidade ---------------------------------------------------pág.27 2.3.4.8 Dureza ---------------------------------------------------------pág.27 2.3.4.9 Salinidade -----------------------------------------------------pág.28 2.3.4.10 Dióxido de Carbono -----------------------------------------pág.29 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 5 3. Tarefas ----------------------------------------------------------------------------------pág.30 3.1 Ronda geral ------------------------------------------------------------------------pág.30 3.2 Medição de parâmetro -----------------------------------------------------------pág.31 3.2.1 Parâmetros físicos ------------------------------------------pág.31 3.2.2 Parâmetros químicos ---------------------------------------pág.32 3.3 Manutenção ------------------------------------------------------------------------pág.32 3.3.1 Substituição e lavagem do material filtrante -----------pág.32 3.3.2 Lavagem de sistemas aquáticos de recirculação ----pág.33 3.4 Alimentação ------------------------------------------------------------------------pág.34 3.5 Preparação dos sistemas de quarentena -----------------------------------pág.35 4. Cronograma ----------------------------------------------------------------------------pág.36 5. Espécies --------------------------------------------------------------------------------pág.37 6. Transporte de animais aquáticos -------------------------------------------------pág.48 7. Transferência de animais entre sistemas ---------------------------------------pág.50 8. Bibliografia -----------------------------------------------------------------------------pág.51 9. Anexos ----------------------------------------------------------------------------------pág.55 9.1 Anexo I ------------------------------------------------------------------------------pág.55 9.2 Anexo II -----------------------------------------------------------------------------pág.58 9.3 Anexo III -----------------------------------------------------------------------------pág.63 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 6 1. Lista de Figuras, Tabelas e Abreviaturas 1.1 Figuras Fig.1 - Reservatórios situados no exterior do BOGA ---------------------------------------pág.10 Fig.2 - Resistências utilizadas para aquecimento da água dos sistemas -------------pág.12 Fig.3 - Refrigeradores utilizados para arrefecer a água dos sistemas -----------------pág.12 Fig.4 - Temporizador utilizado para regular o fotoperíodo de um sistema ------------pág.13 Fig.5 - Uma das bombas de circulação de água utilizada ---------------------------------pág.13 Fig.6 - Tanque de decantação -------------------------------------------------------------------pág.13 Fig.7 - Lãs sintéticas e esponjas ----------------------------------------------------------------pág.13 Fig.8 - Processo de filtração utilizando um material poroso, adaptado de Lekang, 2007 - ----------------------------------------------------------------------------------------------------------pág.14 Fig.9 - Filtro de meio granular, adaptado de Lekang, 2007 -------------------------------pág.15 Fig.10 - Biobolas utilizadas no BOGA ---------------------------------------------------------pág.16 Fig.11 - Biofiltro em cascata ---------------------------------------------------------------------pág.18 Fig.12 - Biofiltro submerso -----------------------------------------------------------------------pág.18 Fig.13 - Biofiltro de leito fluído, adaptado de Lekang, 2007 -------------------------------pág.19 Fig.14 - Ciclo dos compostos azotados num aquário --------------------------------------pág.20 Fig.15 - Escumador com sistema de Venturi -------------------------------------------------pág.21 Fig.16 - Quantidade média de sais em água salgada, adaptado de OMP ------------pág.28 Fig.17 - Medidor multi-paramétrico HQ40d da marca HACH juntamente com a sonda utilizada para a medição da salinidade e temperatura -------------------------------------pág.31 Fig.18 - Caneta da marca AQUAPEX e modelo ECO pH + utilizada para a medição do pH ------------------------------------------------------------------------------------------------------pág.32 Fig.19 - Fotómetro da marca Palintest e do modelo Interface Photometer 7000 SE utilizado para medições de amónia, nitrito e nitrato ----------------------------------------pág.32 Fig.20 - Rações de diferentes granulometrias para a alimentação dos organismos aquáticos ---------------------------------------------------------------------------------------------pág.34 Fig.21 - Coral, imagem retirada de www.oceanario.pt -------------------------------------pág.37 Fig.22 - Morango-do-mar, imagem retirada de www.oceanario.pt ---------------------pág.38 Fig.23 - Mexilhão, imagem retirada de fao.org ----------------------------------------------pág.38 Fig.24 - Ostra, imagem retirada de fao.org ---------------------------------------------------pág.39 Fig.25 - Polvo, imagem retirada de fao.org ---------------------------------------------------pág.39 Fig.26 - Navalheira, imagem retirada de fao.org --------------------------------------------pág.40 Fig.27 - Axolotl, imagem retirada de www.arkive.com -------------------------------------pág.40 Fig.28 - Carpa, imagem retirada de fao.org --------------------------------------------------pág.41 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 7 Fig.29 - Dourada, imagem retirada de www.oceanario.pt --------------------------------pág.41 Fig.30 - Góbio, imagem retirada de fishbase.org -------------------------------------------pág.42 Fig.31 - Linguado, imagem retirada de www.oceanario.pt -------------------------------pág.42 Fig.32 - Pata-roxa, imagem retirada de www.oceanario.pt -------------------------------pág.43 Fig.33 - Peixe-balão, imagem retirada de fishbase.org -----------------------------------pág.43 Fig.34 - Peixe-zebra, imagem retirada de fishbase.org -----------------------------------pág.44 Fig.35 - Perca-sol, imagem retirada de fishbase.org ---------------------------------------pág.44 Fig.36 - Robalo, imagem retirada de www.oceanario.pt ----------------------------------pág.45 Fig.37 - Rodovalho, imagem retirada de www.oceanario.pt -----------------------------pág.45 Fig.38 - Sargo, imagem retirada de www.oceanario.pt ------------------------------------pág.46 Fig.39 - Tilápia, imagem retirada de fao.org -------------------------------------------------pág.46 Fig.40 - Torpedo, imagem retirada de fishbase.org ----------------------------------------pág.47 Fig.41 - Truta-arco-íris, imagem retirada de fao.org ---------------------------------------pág.47 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 14 2.3.1.1 Tanque de decantação: Os tanques de decantação (Fig.6) consistem em estruturas onde ocorre uma diminuição da velocidade da água proveniente do sistema, e devido à força gravítica as partículas de densidade superior à da água depositam-se no fundo do tanque. As partículas com densidades mais elevadas decantam primeiro (Stickney, 2000; Lekang, 2007). Para que não exista uma degradação da qualidade da água do sistema deve-se remover o material decantado (Timmons e Ebeling, 2010). Embora seja uma técnica bastante eficaz, possui algumas limitações: é incapaz de remover resíduos sólidos de dimensões inferiores a 100 µm, é um processo lento e ocupa uma área significativa (quanto maior for o tanque de sedimentação maior será a sua eficácia) (Timmons e Ebeling, 2010). 2.3.1.2 Filtração por tela, lã sintética ou esponja: A filtração por tela, lã sintética (de vidro) ou esponja (Fig.8) é um dos métodos mais utilizados devido ao seu baixo custo e ao facto de não ser necessário muito espaço para a sua implementação (Timmons e Ebeling, 2010). O princípio neste tipo de filtragem é reter fisicamente partículas e detritos da água do tanque, fazendo com que ela circule através de um material poroso sendo permeável à água mas que retém em si essas substâncias (Lekang, 2007). As partículas de dimensões superiores ao tamanho dos poros do filtro ficam retidas enquanto as outras passam através do filtro sendo retiradas por outros métodos que irão ser descritos posteriormente. Um aspeto importante é a necessidade de remover/lavar estes filtros com frequência uma vez que a retenção das partículas fará com que o filtro fique colmatado deixando de ser eficaz. A não lavagem deste material filtrante fará com que as partículas Fig.8 – Processo de filtração utilizando um material poroso, adaptado de Lekang, 2007 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 15 retidas se comecem a decompor diminuindo a qualidade da água do sistema. A principal vantagem deste método é o facto de estes filtros poderem ser reutilizados após a sua lavagem desde que seja efetuada de forma correta (Lekang, 2007). 2.3.1.3 Filtro de meio granular O filtro de meio granular (Fig.9) consiste num filtro mecânico onde é feita a remoção de partículas em suspensão através da passagem da água por diversas camadas de substratos de diferentes calibres (Losordo, 1999). O substrato mais utilizado é a areia, no entanto, podem ainda ser usados substratos de plástico e carvão (antracite). A água passa pelos espaços intersticiais do material filtrante, sendo retidas as partículas de maiores dimensões (Lekang, 2007). A principal desvantagem deste método é que o filtro começa a ficar colmatado, sendo necessário efetuar um “backwash” (Stickney, 2000). Neste processo a água é enviada no sentido oposto através do meio filtrante, de modo a remover as partículas que se tinham acumulado (Lekang, 2007). Fig.9 – Filtro de meio granular, adaptado de Lekang, 2007 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 16 2.3.2 Filtração biológica A principal tarefa dos filtros biológicos é transformar os produtos azotados com elevada toxicidade em subprodutos menos tóxicos para os animais aquáticos. Para tal recorre-se a bactérias (por exemplo, dos géneros Nitrosomonas e Nitrobacter) que possuem a capacidade de transformar a amónia em nitrito e o nitrito em nitrato (menos tóxico). A remoção de amónia através do filtro biológico está muito dependente da área de superfície total disponível para a fixação das bactérias nitrificantes. A eficiência do substrato do filtro biológico está diretamente relacionada com a sua área de superfície (quanto maior for a área de superfície maior será a sua eficiência) sendo que este substrato não deve ser biodegradável (Timmons e Ebeling, 2010). As colónias de bactérias necessitam essencialmente de um local para se fixarem. Para a fixação das colónias de bactérias, são utilizados biobolas (Fig.10), anéis de plástico e redes de nylon (Losordo, 1999). 2.3.2.1 Nitrificação A nitrificação é um processo através do qual a amónia é sequencialmente oxidada para nitrito e nitrato. O processo de nitrificação é realizado principalmente por dois grupos de bactérias nitrificantes autotróficas (Nitrosomonas e Nitrobacter) que utilizam a amónia e o nitrito como fontes inorgânicas. A Equação 1 e a Equação 2 representam as reações químicas efetuadas pelas Nitrosomonas enquanto a Equação 3 representa a reação química efetuada pelas Nitrobacter (AWWA, 2002 e van Haandel, 2007). Fig. 10 – Biobolas utilizadas no BOGA FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 17 Equação 1: NH4+ + 3 2 O2 → NO2- + 2H+ + H2O Equação 2: NH3 + O2 → NO2- + 3H+ + 2eEquação 3: NO2- + H2O → NO3- + 2H+ + 2eEmbora os nitritos (NO2-) não sejam tão tóxicos como a amónia estes são prejudiciais às espécies aquáticas e devem ser removidos do sistema. A concentração de nitritos não deve exceder 0,5 mg/L por longos períodos de tempo. Já os nitratos (NO3- ), não são geralmente fonte de preocupação. A concentração deste composto na água não deve atingir os 50 mg/L (valor máximo tolerado pela maioria das espécies aquáticas), o que raramente sucede devido à realização de tarefas de manutenção (renovação parcial de água do sistema e remoção dos sólidos decantados ou retidos). A filtração biológica fica comprometida para concentrações de O2 inferiores a 2mg/L no interior do biofiltro havendo alterações da taxa de oxidação (Ostrander, 2000). Segundo Kubitza (2006), durante o processo de nitrificação, para cada grama de amónia oxidada a nitrato são consumidos cerca de 4,6 g de O2. As bactérias nitrificantes são bastante sensíveis a variações de pH sendo que as Nitrosomonas possuem um pH ideal entre os 7,0 e os 8,0 enquanto para as Nitrobacter o intervalo ideal de pH situa-se entre os 7,5 e os 8,0 (AWWA, 2005). As condições ambientais favoráveis ao desenvolvimento e atividade das bactérias nitrificantes devem ser continuamente monitorizadas e, se necessário, corrigidas. O biofiltro deve ter as dimensões adequadas de forma a ser capaz de remover a amónia a uma taxa igual ou superior à taxa de produção de amónia no sistema (Kubitza, 2006 e Parker, 2012). Um fator a ter em conta é a sobrealimentação dos animais aquáticos que pode conduzir a uma sobrecarga do biolfiltro, não conseguindo este dar resposta o que levará a um aumento da concentração da amónia no sistema (Masser, 1999). FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 18 2.3.2.2 Biofiltros em cascata Os biofiltros em cascata (Fig.11) funcionam através da circulação da água ao longo de uma coluna de tabuleiros ou outros reservatórios com biobolas, não submersa, a uma velocidade reduzida o suficiente para garantir que as biobolas sejam continuamente humedecidas tendo ainda a vantagem de oxigenar a água (Timmons e Ebeling, 2010). No entanto este filtro ocupa uma área significativa e podem ficar colmatados se a filtração mecânica não estiver a ser efetuada de forma eficiente (Timmons e Ebeling, 2010). 2.3.2.3 Biofiltro submerso Em alguns RAS é por vezes utilizado o método do filtro submerso (Fig.12). No método do filtro submerso a água entra percorre todo o substrato que contém as bactérias nitrificantes sendo que neste caso o fluxo da água é horizontal. Este modelo necessita a introdução de arejamento no local de modo a facultar o oxigénio necessário às bactérias para ocorrer o processo de nitrificação (Lekang, 2007). Fig.11 – Biofiltro em cascata Fig.12 – Biofiltro submerso FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 19 2.3.2.4 Biofiltro de leito fluído: O filtro de leito fluído (Fig.13) é um tipo de filtragem biológica que funciona em contínuo modo de “backwash” (Losordo et al., 1999). Neste modelo utiliza-se um cilindro com uma elevada quantidade de biobolas ou outro substrato não degradável com um fluxo de água ascendente e com a introdução de ar. Segundo Timmons e Ebeling (2010) um filtro biológico em cascata possui em média uma área de nitrificação de 100 a 800 m2/m3 enquanto um filtro biológico de leito fluido ocupa uma área de superfície de 4000 a 45000 m2/m3. Por serem constantemente arejados e porque a área de superfície é superior (logo conseguem ter mais bactérias) os filtros de leito fluido são os que apresentam uma maior eficácia na eliminação de amónia (Timmons e Ebeling, 2010). Os seus custos de implementação são consideravelmente reduzidos assim como a área que ocupam em comparação com outros tipos de filtros biológicos, no entanto existe o custo associado à circulação da água contra a força gravítica através da utilização das bombas (TImmons e Ebeling, 2010). Fig.13 –Biofiltro de leito fluído, adaptado de Lekang, 2007 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 20 2.3.2.5 Ativação do biofiltro A ativação de um biofiltro consiste na fixação e desenvolvimento de bactérias nitrificantes com capacidade de remover a amónia e o nitrito produzidos no sistema. Este processo de fixação e desenvolvimento requer pelo menos 1 mês (Fig.14) (Masser, 1999). Um processo possível para a ativação do biofiltro é a adição de sais de amónia na água. As bactérias poderão fixar-se naturalmente no substrato ou então é possível comprar soluções que contém estas bactérias (Stickney, 2000). É possível utilizar-se biobolas já ativas provenientes de outros sistemas de modo a ativar as restantes reduzindo o período de fixação (Lekang, 2007). Todavia, esta opção envolve o risco da eventual transmissão de agentes patogénicos entre sistemas. 2.3.3 Outros tratamentos 2.3.3.1 Filtração por carvão ativado O carvão ativado é um adsorvente com uma estrutura porosa e que possuí um elevado número de grupo funcionais. Pode ser preparado a partir de madeira, fibras de carbono, carvão, cascas de côco ou de palmeira (Langwenva, 2015), cascas de nozes e petróleo (DeSilva, 2000) e o material utilizado vai afetar a sua dureza, densidade, tamanho das partículas e porosidade, área de superfície, os compostos possíveis de Fig.14 – Ciclo dos compostos azotados num aquário retirado de Santos, H., 2015 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 21 extrair e o pH (DeSilva, 2000). O carvão ativado tem a capacidade de remover eficazmente poluentes orgânicos e inorgânicos (Liu, 2013 e DeSilva, 2000). O material orgânico é removido através do processo de adsorção, ou seja, através de forças de atração as moléculas dos contaminantes ficam ligadas ao carvão ativado, sendo retiradas aquando da substituição do carvão. Os desinfetantes residuais (cloro e cloramina) são removidos através de uma reação de redução catalítica. Neste caso, o carvão ativado vai funcionar como um agente redutor, ou seja, o carvão ativado vai reduzir o desinfetante para iões não oxidativos (DeSilva, 2000). Este filtro requer uma substituição periódica devido à sua colmatação e à perda de carvão ativado (Liu, 2013). 2.3.3.2 Escumadores Os escumadores (Fig. 15) são utilizados para remover substâncias dissolvidas da água, essencialmente proteínas (Losordo, 1999). Este processo envolve a injeção de água e ar sob pressão dando origem a uma “cortina” de bolhas dentro do escumador. Estas bolhas ao deslocarem-se para a superfície vão adsorver as moléculas orgânicas dos diversos compostos existentes. Um processo de escumação utilizado baseia-se no sistema de Venturi. No sistema de Venturi a água é injetada no interior do escumador fazendo-a passar através de um injector Venturi onde é misturada com ar. Para que a escumação apresente eficiência superior, será importante garantir que haja uma contracorrente de fluxos na coluna de água (ar a subir e a água a descer). As bolhas de ar que adsorvem os materiais dissolvidos formam uma espuma que é recolhida no reservatório superior do escumador (Losordo, 1999), sendo posteriormente removida. O escumador é utilizado em sistemas aquáticos de recirculação de água salgada, uma vez que existe uma maior tensão da água comparativamente com a água doce, o que privilegia as reações de adsorção (Timmons e Ebeling, 2010). Fig.15 – Escumador com sistema de Venturi, (adaptado de Losordo et al, 1999) FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 22 2.3.3.3 Ultravioleta O sistema de radiação ultravioleta tem sido utilizado para a desinfeção de diversas fontes de água, nomeadamente de aquiculturas, aquários, lagos, água de piscinas entre outros. A radiação ultravioleta mais utilizada para o tratamento de águas é a radiação UV-C também conhecida como UV de onda curta devido ao seu efeito germicida. Esta radiação situa-se no intervalo de comprimentos de onda entre os 100 e os 280. Esta radiação tem a capacidade de penetrar a parede celular das células e ao ser absorvida pelo ácido nucleico vai alterar a estrutura do ADN (atacando as bases de timina adjacentes) impedindo o microorganismo de se replicar. Ao evitar a reprodução dos agentes patogénicos estamos a melhorar a qualidade da água. Este sistema ultravioleta deve situar-se no final do percurso que a água efetua pelos sistemas de filtração, uma fez que a sua eficácia está diretamente relacionada com a turbidez. Caso existam resíduos sólidos em suspensão, estes podem proteger os agentes patogénicos que se encontram por detrás deles (PHILIPS, 2006). 2.3.3.4 Ozono O ozono é produzido quando ocorre uma descarga na presença de oxigénio. Pelo princípio da descarga elétrica os eletrões são acelerados o suficiente para conseguirem quebrar as ligações das moléculas de oxigénio. Os átomos livres resultantes vão reagir com outras moléculas de oxigénio formando o ozono (Okpala, 2015). O ozono tem a capacidade de reduzir e controlar diversos parâmetros da qualidade da água dependendo da sua utilização e da dosagem aplicada. A ozonização da água é já descrita como um método para a redução da demanda bioquímica de oxigénio, demanda química de oxigénio, carbono orgânico dissolvido entre outras. Também já foi descrita a sua utilização para o controlo de algas e a floculação de partículas finas (Davidson, 2011). O ozono pode ser utilizado para reduzir os níveis de bactérias na água de recirculação e impedir a acumulação ou viabilidade dos agentes patogénicos de peixes (Good, 2011). O ozono é introduzido na água através de um ozonizador e é, habitualmente, utilizado em conjunto com o escumador. A introdução do ozono no escumador é efetuada através do tubo de Venturi uma vez que a bomba irá fazer a diluição do ozono de forma eficaz na água. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 23 2.3.3.5 Cloro O gás cloro (Cl2) e o cloro sob a forma de hipoclorito de sódio e hipoclorito de cálcio são dos desinfetantes mais utilizados no tratamento de água (Ribeiro, 2015). A utilização do cloro na desinfeção da água foi originalmente utilizada através da aplicação do hipoclorito de sódio, obtido pela decomposição eletrolítica do sal (Meyer, 1994). O cloro atua por difusão através da parede das células oxidando os componentes das células nomeadamente o ADN. Qualquer uma das formas do cloro (gás ou hipocloritos) ao reagirem com a água vão produzir o ácido hipocloroso (HClO) que é o responsável pela desinfeção da água (Ribeiro, 2015). A utilização do cloro como desinfetante da água possui algumas vantagens, tais como, ser um método simples e económico de desinfeção, ser um germicida eficaz e eliminar odores desagradáveis. Apesar de tudo, este método também possui desvantagens, nomeadamente, o fato de ser corrosivo, possuir baixa eficácia a pH elevado e formar subprodutos oxigenados que ao serem degradados podem originar crescimento biológico (Ribeiro, 2015). 2.3.4 Qualidade da água O termo qualidade da água é utilizado para exprimir a aptidão da água para determinada função ou processo (Meybeck, 1996). A qualidade da água é avaliada através da medição de diversos parâmetros, tais como a temperatura, pH, concentração de oxigénio dissolvido na água, salinidade, turbidez, entre outros (NOAA, 2015). Os resultados das análises realizadas sobre uma amostra de água são válidos apenas para a localização e momento particular em que essa amostra foi colhida (Meybeck, 1996). FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 30 3. Tarefas O estágio efetuado no Biotério de Organismos Aquáticos (BOGA) do CIIMAR incluiu diversas tarefas que tiveram como objetivo adquirir e aprofundar conhecimentos sobre a manutenção de animais aquáticos e sobre sistemas aquáticos de recirculação, assim como apoiar os investigadores do CIIMAR e promover o bem-estar animal. 3.1 Ronda geral A primeira ação a realizar diariamente é verificar se os sistemas estão a funcionar corretamente ou se existe algum problema e nesse caso corrigi-lo. É necessário ter muita atenção a todos os pormenores porque basta uma falha para que o sistema possa ficar comprometido sendo que, dependendo da falha, o bem-estar animal pode não ficar garantido. Os fatores a ter em atenção são:  O nível da água e a sua circulação (verificar se existem problemas com a bomba, a colmatação de filtros ou alguma ligação que esteja mal efetuada provocando uma fuga de água para o exterior do tanque);  Pedras difusoras (analisar se estão dentro de água e a funcionar corretamente);  Animais mortos (no caso de existir algum é retirado e registada a ocorrência);  Comportamento animal (distribuição no tanque, a sua natação, alguma anomalia na fisiologia: perda de escamadas, barbatanas corroídas, entre outras). Uma natação próxima da superfície da água em peixes, pode indicar uma situação de hipoxia (baixos níveis OD na água), sendo necessária uma intervenção a nível do arejamento da água do sistema. Através da observação do comportamento animal era possível ter uma ideia do estado de saúde dos animais e consequentemente o seu bemestar. Natação errática, letargia e/ou pigmentação alterada são sinais clínicos que indicam que os peixes estão em stresse, podendo ser o resultado de uma menor qualidade de água ou da presença de agentes patogénicos. Por outro lado, a observação do comportamento animal permitia melhorar os conhecimentos sobre as necessidades de algumas espécies, traduzindo-se posteriormente num melhor enriquecimento ambiental (adição de tubos de PVC de forma a fornecer abrigos, ou cobrir o tanque de modo a reduzir a luminosidade e o contacto visual com o exterior do tanque). FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 31 3.2 Medição dos parâmetros 3.2.1 Parâmetros físicos A medição de parâmetros físicos é realizada diariamente utilizando um medidor multi-paramétrico HQ40d da marca HACH (Fig.17). O referido equipamento permite a utilização de três sondas distintas. Este equipamento foi usado para fazer as medições de condutividade (salinidade) e oxigénio dissolvido. Todas as sondas efetuam medição de temperatura. Estes parâmetros devem estar de acordo com as necessidades das espécies. Fig.17 – Medidor multi-paramétrico HQ40d da marca HACH LANGE juntamente com a sonda utilizada para a medição da salinidade e temperatura. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 32 3.2.2 Parâmetros químicos A análise dos parâmetros químicos efetuados incidem sobretudo nos valores de pH, amónia e de nitrito existentes na água de cada tanque. A análise do pH é feita diariamente com o auxílio de uma caneta de medição de pH da marca AQUAPEX e do modelo ECO pH + (Fig.18). Para a análise dos níveis de amónia e nitrito é necessário recolher uma amostra de água do tanque a analisar. Em seguida são efetuados testes de colorimetria para a amónia e o nitrito com o auxílio de um fotómetro da marca Palintest e do modelo Interface Photometer 7000 SE (Fig.19). Caso os valores apresentados pelo fotómetro sejam superiores às concentrações máximas desejadas deve-se efetuar uma ou várias trocas parciais de água para que os níveis de amónia e nitrito fiquem aceitáveis. 3.3 Manutenção 3.3.1 Substituição e lavagem do material filtrante Diariamente era necessário proceder à lavagem de materiais filtrantes. Lãs sintéticas, telas e esponjas usadas nos diversos sistemas eram lavadas com água doce e por vezes com desinfetante ou postos a lavar numa máquina de roupa da marca Siemens e do modelo SIWAMAT XL 528 existente para o efeito, com uma mistura de lixívia e desinfetante hospitalar (Screen ®). Ao serem lavados os filtros eram devidamente desinfetados e por isso passíveis de serem reutilizados sem risco de contaminação cruzada. Apesar da substituição diária dos filtros mecânicos, por vezes os filtros biológicos acabavam por ficar muito sujos, com sólidos acumulados e com biofilme velho de bactérias nitrificantes. Visto que tal compromete a eficiência dos Fig. 18 – Caneta utilizada para a medição do pH da marca AQUAPEX e modelo ECO pH + Fig.19 – Fotómetro da marca Palintest e do modelo Interface Photometer 7000 SE utilizado para medições de amónia, nitrito e nitrato FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 33 biofiltros, era importante fazer uma lavagem de forma a remover a maioria dessa matéria orgânica mas com o cuidado de não lixiviar as colónias de bactérias viáveis. A lavagem dos biofiltros era realizada com a água do próprio sistema, de forma a evitar a exposição das colónias de bactérias nitrificantes a mudanças na qualidade de água que as podia inibir ou destruir e esta lavagem era feita de forma cuidadosa (a água era utilizada sem pressão) para que as colónias de bactérias não lixiviassem. 3.3.2 Lavagem de sistemas aquáticos de recirculação Periodicamente é realizada uma limpeza nos restantes equipamentos (bombas, escumadores, tubagens) para que estes possam trabalhar de forma eficaz. Alguns sistemas eram sifonados com a finalidade de remover partículas visíveis que se encontravam depositadas. Como a sifonagem envolve a rejeição de água, tornase necessário adicionar água para repor o volume inicial. Nos escumadores eram retirados os copos para serem lavados e posteriormente recolocados. Sempre que um RAS era desativado ocorria a desinfeção e vazio sanitário (período de tempo em que o sistema fica inoperacional, a secar, normalmente com a duração de pelo menos 24 horas). Este procedimento era efetuado para se certificar que o RAS ficava limpo e isento de agentes patogénicos para posterior utilização. Deste modo, todos os seus componentes eram lavados e desinfetados com lixívia ou Screen ®. Redes, camaroeiros e outros equipamentos associados ao sistema eram igualmente desinfetados do mesmo modo. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 34 3.4 Alimentação A alimentação tem como base as necessidades alimentares de cada espécie podendo ser fornecida em forma de ração (Fig.20), peixe, caranguejos ou mexilhão. As dimensões das rações fornecidas estão relacionadas com o tamanho da boca dos organismos a serem alimentados. Em alguns casos, é fornecida uma mistura de rações com diferentes granulometrias, dado que por vezes existem organismos com diferentes dimensões da cavidade bucal. Outro fator a ter em conta é a velocidade a que o alimento decaí na coluna de água. Para animais que se encontram regularmente à superfície ou na coluna de água convém ser fornecida uma ração que afunde lentamente ou que permaneça à superfície. Para organismos que habitam junto ao fundo do sistema é recomendado uma ração que atinja rapidamente a base de modo a não se decompor até ser consumida. A quantidade de alimento fornecido tem em conta os valores das medições físico-químicas realizadas (por exemplo se os níveis de amónia estiverem elevados é dada uma quantidade menor de alimento) e a saciedade dos animais (para se verificar se o animal está saciado vai-se fornecendo pequenas quantidades de alimento até que o animal deixe de procurar por este). Fig.20 – Rações de diferentes granulometrias para a alimentação dos organismos aquáticos. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 35 3.5 Preparação dos sistemas de quarentena Quando um novo lote de animais chega ao BOGA são colocados num período de quarentena para controlar o comportamento animal e verificar se existe algum agente patogénico que pode ter sido transportado com os indivíduos evitando que se espalhe pelos restantes sistemas. A entrada de novos organismos no BOGA requer uma comunicação prévia do investigador para que seja possível efetuar a preparação do sistema de quarentena. Os sistemas de quarentena são utilizados para rececionar animais provenientes do exterior e que requerem um acompanhamento continuo para garantir que a sua adaptação ao novo local de manutenção é efetuada de forma correta e sem problemas. O sistema é composto por um tanque, sendo a água bombeada, e distribuída por quatro tabuleiros furados e encaixados uns sob os outros, que se encontram por cima do próprio tanque. O primeiro tabuleiro contém tela ou lã de vidro pelo que funciona como filtro mecânico. Os restantes tabuleiros são preenchidos com biobolas e funcionam como filtro biológico em cascata. O sistema de quarentena pode ser de água doce, salobra ou salgada sendo a salinidade ajustada para as características dos animais a receber. Se for um sistema de quarentena de água salobra ou água salgada é utilizada ainda uma bomba que conduz a água para um escumador. Podem ser utilizados outros equipamentos como por exemplo um sistema UV ou ozonizadores no caso de serem sistemas de água salgada (normalmente utilizado com o escumador). Devido à intensa atividade e realização de numerosos ensaios no BOGA, estes sistemas estão quase sempre em uso e, pelas suas particularidades, eram os que requeriam mais atenção e constante monitorização. No final de cada quarentena procedia-se à desmontagem do RAS, sua desinfeção e vazio sanitário, tal como já referido anteriormente. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 36 4. Cronograma As diferentes tarefas foram planeadas e calendarizadas segunda a Tabela 2. Tabela 2 – Cronograma das atividades realizadas no BOGA ao longo do estágio Outubro Novembro Dezembro Janeiro Fevereiro Março Abril Maio Junho Planeamento e montagem de RAS Manutenção e limpeza de RAS Medição de parâmetros físicoquímicos Aplicação de medidas corretivas Alimentação dos organismos aquáticos Verificação e deteção de falhas/problemas Verificação do comportamento e bem-estar animal Elaboração do protocolo de transporte Elaboração do protocolo de transferência de organismos Apoio aos investigadores FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 37 5. Espécies No BOGA existem diversas espécies aquáticas sendo que de seguida irei apresentar uma lista de algumas espécies com que trabalhei ao longo deste período de estágio, fazendo uma pequena descrição sobre cada uma delas. As espécies estão agrupadas por filo e por ordem alfabética do seu nome comum. Filo Cnidaria Classe Anthozoa Espécie Sarcophyton sp. (Thomson & Dean, 1931) Nome comum Coral Tipo de água Salgada Fig.21 – Coral, imagem retirada de www.oceanario.pt Este coral (Fig.21) apresenta uma base que prende a colónia ao substrato e uma parte superior com aspeto plumoso, devido à presença de inúmeros pólipos. Os pólipos são os responsáveis pela captação de alimento, e estes corais normalmente habitam zonas influenciadas por correntes de forma a terem maior facilidade na facilidade na recolha do alimento (Oceanário, 2015). FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 38 Filo Cnidaria Classe Anthozoa Espécie Actinia equina (Linnaeus 1758) Nome comum Morango-do-mar Tipo de água Salgada Fig.22 – Morango-do-mar, imagem retirada de www.oceanario.pt O morango-do-mar (Fig.22) ocorre em duas variedades, uma vermelha e outra verde. Possui uma coroa com cerca de 200 tentáculos e uma coluna, cuja base adesiva, apresenta um bordo azul. É geralmente encontrada em costas rochosas, desde a zona limite das marés, até aos 2 metros de profundidade. Possui uma elevada tolerância à dessecação, permanecendo, se necessário, várias horas com os tentáculos recolhidos. (Oceanário, 2015) Filo Mollusca Classe Bivalvia Espécie Mytilus galloprovincialis (Lamark, 1819) Nome comum Mexilhão Tipo de água Salgada Fig.23 – Mexilhão, imagem retirada de fao.org Esta espécie de mexilhão (Fig.23) apresenta a linha basal da concha côncava. É possível a presença da cor azul ou roxa na borda do manto. A maior zona de produção desta espécie é a China (FAO, 2015). FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 39 Filo Mollusca Classe Bivalvia Espécie Crassostrea gigas (Thunberg, 1793) Nome comum Ostra Tipo de água Salgada Fig.24 – Ostra, imagem retirada de fao.org Esta espécie de ostra (Fig.24) normalmente habita nos estuários, e é geralmente encontrada agarrada às rochas, detritos e outras conchas da zona intertidal a profundidades inferiores a 40 metros. Embora a gama de salinidade ótima para as ostras seja entre os 20 e 25‰ elas podem habitar em zonas com salinidades até os 35‰. Estas ostras são hermafroditas protândricas (FAO, 2015). Filo Mollusca Classe Cephalopoda Espécie Octopus vulgaris (Lamarck, 1798) Nome comum Polvo Tipo de água Salgada Fig. 25 – Polvo, imagem retirada de fao.org O polvo (Fig.25) é uma espécie betónica que normalmente se encontra em profundidades entre os 0 e os 200 metros. Esta espécie é conhecida por realizar migrações sazonais, hibernando em águas mais profundas com temperaturas abaixo dos 7°C, surgindo mais junto à costa na altura da Primavera. Geralmente alimentam-se de bivalves e crustáceos (FAO, 2015). FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 46 Filo Chordata Classe Osteichthyes Espécie Diplodus sargus (Linnaeus, 1758) Nome comum Sargo Tipo de água Salgada Fig.38 – Sargo, imagem retirada de www.oceanario.pt O sargo (Fig.38) é uma espécie que se encontra em zonas costeira a profundidades inferiores a 50 metros. Geralmente é encontrado junto a rochas e algas a alimentar-se de pequenos invertebrados. É uma espécie hermafrodita podem os machos converterem-se em fêmeas de modo a equilibrar o número de indivíduos de cada sexo, contribuindo para o sucesso da reprodução desta espécie (Oceanário, 2015). Filo Chordata Classe Osteichthyes Espécie Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758) Nome comum Tilápia Tipo de água Dulciaquícola Fig.39 – Tilápia, imagem retirada de fao.org As tilápias (Fig.39) são uma espécie tropical que prefere viver em águas rasas. São peixes de águas quentes (temperatura ótima entre os 31 e os 36°C). São seres omnívoros alimentando-se de fitoplâncton, plantas aquáticas, pequenos invertebrados, fauna bentônica entre outros. A fêmea incuba os ovos na boca e mantém os alevins na boca até o saco vitelino ser absorvido (FAO, 2015). FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 47 Filo Chordata Classe Chondrichthyes Espécie Torpedo marmorata (Risso, 1810) Nome comum Torpedo Tipo de água Salgada Fig.40 – Torpedo, imagem retirada de fishbase.org Esta espécie é geralmente encontrada em áreas de ervas marinha, em recifes rochosos ou em solos moles. Durante o dia é normalmente encontrada enterrada no solo simplesmente com os olhos visíveis. Possuem um órgão que produz descargas elétricas que é utilizado para capturar as presas (Fishbase, 2015). Filo Chordata Classe Osteichthyes Espécie Oncorhynchus mykiss (Walbaum, 1792) Nome comum Truta-arco-íris Tipo de água Dulciaquícola Fig.41 – Truta-arco-íris, imagem retirada de fao.org A truta arco-íris é um peixe tolerante a uma ampla gama de ambientes, capaz de ocupar muitos habitats diferentes desde viver no oceano até em zonas como lagos. A temperatura da água ideal para a truta arco-íris é inferior a 21°C. Na natureza truta alimenta-se geralmente de insetos aquáticos, moluscos, crustáceos, ovos de peixes, peixes de dimensões reduzidas e camarão (FAO, 2015). FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 48 6. Transporte de animais aquáticos Uma das funções da equipa do BOGA é o transporte de animais aquáticos. O sucesso no transporte de animais aquáticos é fundamental para prevenir problemas fisiológicos que podem resultar de um elevado número de indivíduos em volumes de água reduzidos (Wedemeyer, 1996 citado por Branson 2008). O grande desafio no transporte de peixes é a manutenção adequada da qualidade da água. O sistema de suporte de vida deverá ser capaz de impedir alterações na qualidade da água. Segundo Shepard e Bromage (1988), FAWC (1996) e Wedemeyer (1996) alguns dos elementos críticos necessários para o transporte de peixe são:  O recipiente utilizado no transporte deve estar bem isolado de modo a minimizar as alterações de temperatura durante o transporte, sendo que em alguns casos, será necessário a adição de calor ou de frio de modo a garantir a estabilidade da temperatura para a espécie a ser transportada.  Todos os recipientes devem ter tampas para minimizar possíveis perdas de água assim como a perda de peixes, e estas tampas devem ser opacas de modo a reduzir os níveis de luminosidade dentro do recipiente (os peixes tendem a ficar menos stressados com a ausência de luz).  Os peixes devem estar em jejum entre 24 a 48 horas antes do transporte, sendo que este valor depende da espécie, idade e temperatura da água de modo a minimizar a produção de produtos azotados e a consequente poluição da água.  Por vezes é necessário fazer uma aclimatização dos peixes a temperaturas mais baixas, sendo que este processo deve ser efetuado de forma progressiva para reduzir a atividade e o metabolismo dos peixes durante o transporte (elevado movimento no sistema aumenta o stresse dos peixes) e reduzir ao máximo a produção de fezes assim como o consumo de oxigénio.  Durante o transporte, deve-se fazer uma verificação regular dos valores de temperatura e de oxigénio presentes na água do tanque de forma a confirmar que os peixes estão a ser transportados nas devidas condições. Em viagens longas e em dias de temperaturas elevadas este processo é importante uma vez que a temperatura da água poderá aumentar alterando não só o comportamento animal assim como o consumo de oxigénio. Poderá ser necessário reduzir a temperatura da água do tanque e aumentar o fluxo de oxigénio que estará a ser fornecido aos peixes através da bomba de arejamento (se for ar) ou através de uma garrafa de oxigénio puro. No final do transporte deve-se verificar uma vez mais os parâmetros para garantir que os organismos ao serem transferidos para o novo sistema se encontram nas mesmas FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 49 condições de qualidade da água. Para viagens longas, se a densidade de peixes for muito elevada, pode ser necessário remover os produtos azotados através da circulação e da filtração de modo a evitar o stresse dos organismos (um dos métodos pode ser a troca parcial de água).  Para o transporte de peixes de pequenas dimensões podem ser utilizados sacos de plástico ou polietileno com oxigénio atmosférico. Durante o transporte estes sacos devem ir confinados em caixas que possam proteger os sacos de danos mecânicos nomeadamente o rompimento, podendo também fornecer isolamento térmico. Se a temperatura da água onde os peixes foram transportados não for igual à temperatura da água do tanque recetor deve-se colocar os sacos fechados na superfície da água do tanque até a temperatura ficar ao mesmo valor e só depois é que se deve transferir os peixes para o novo sistema, descartando a água que foi utilizada no transporte (FAO, 2015).  Posteriormente, todos os tanques e tubagens utilizados no transporte devem ser desinfetados e limpos, de modo a poderem ser usados no transporte seguinte. Segundo Kreiberg (1992) e Wedemeyer (1996) a aplicação de um sedativo antes e durante o transporte é útil na redução da perceção sensorial e, portanto, atenua o stresse do transporte, sendo que o nível de sedação deve ser suficientemente leve para permitir que os peixes se mantenham em equilíbrio e com capacidade natatória e respiratória. Porém a utilização de anestésicos pode não ser uma boa solução no transporte de animais pois a utilização de compostos químicos poderá interferir com o metabolismo do animal e interferir com possíveis resultados experimentais no âmbito da utilização destes animais em experimentação. De acordo com isso, a equipa do BOGA opta por não anestesiar os organismos antes ou durante o transporte. Com o objetivo de definir os princípios básicos pelos quais se deve guiar o transporte de animais aquáticos efetuado pelo biotério foi elaborado um “Protocolo de Transporte de Organismos Aquáticos” (Anexo I). Complementarmente, foi desenvolvido um relatório de transporte de organismos aquáticos (Anexo II) que servirá para registar toda a informação durante a realização deste tipo de tarefa. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 50 7. Transferência de animais entre sistemas No BOGA por vezes é necessário efetuar a transferência de animais aquáticos entre sistemas. Este processo pode ocorrer devido:  à necessidade dos investigadores em utilizar outros sistemas,  ao excesso de animais num determinado sistema comprometendo-o (por exemplo predação ou excesso de excreções)  ao aparecimento de doenças de modo a evitar o contágio de outros animais existentes nesse sistema. Após o tempo de quarentena (ver tópico 2.5) os animais são então transferidos para outros sistemas para que os sistemas de quarentena possam receber novos indivíduos que precisem passar por esse processo. O processo de transferência de animais entre sistemas requer cuidados específicos como o método de captura e transporte assim como a desinfeção do sistema, e portanto foi elaborado um protocolo (Anexo III) de modo a auxiliar esta atividade. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 51 8. Bibliografia Alatorre-Jácome, et al (2011). Aquaculture water quality for small-scale producers. Em: B. Sladonja (ed.), Aquaculture and environmenta shared destiny. pp. 125-140. InTech. Croacia. Arkive (2015). Consultado em 20 de Junho de 2015 em: http://www.arkive.org/axolotl/ambystoma-mexicanum/image-G15414.html AWWA, (2015). Nitrification. Consultado em 15 de Setembro de 2015 em: http://water.epa.gov/lawsregs/rulesregs/sdwa/tcr/upload/nitrification.pdf Branson, (2008) em Fish Welfare. Blackwell Publishing. Cardoso, T. A. O. (2001). Considerações sobre a biossegurança em arquitetura de biotérios. Fundação Oswaldo Cruz. pp.4. Brasil Colt, J.E. e Tomasso, J.R. (2001). Hatcherywater supply and treatment. Em: G.A. Wedemeyer (ed.), Fish Hatchery Management. pp. 91-186. American Fisheries Society. Maryland. Davidson, J, et al (2011). The effects of ozone and water exchange rates on water quality and rainbow trout Oncorhynchus mykiss performance in replicated water recirculating systems. Aquacultural Engineering. Vol.44. pp. 80-96 DeSilva, F. (2000). Actived Carbon Filtration. Consultado em 14 de Setembro de 2015 em: http://www.watertreatmentguide.com/activated_carbon_filtration.htm De Pádua, H. B. Temperatura (água/ar) em sistemas aquáticos. Consultado em 5 de Setembro de 2015 em: http://www.abrappesq.com.br/materia2.htm DGAV, 2015. Proteção animal: Animais para fins científicos. Consultado em 23 de Junho de 2015 em: http://www.dgv.minagricultura.pt/portal/page/portal/DGV/genericos?actualmenu=61974 &generico=15470& cboui=15470 FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 52 FAO, (2015). Closed Systems of Fish Transport. Consultado em 6 de Setembro de 2015 em: http://www.fao.org/docrep/009/af000e/AF000E03.htm#ch3.1 Fishbase (2015). Consultado em 20 de Junho de 2015 em: http://www.fishbase.org/ Jones B. (2011). Oxygen – The Most Important Water Quality Parameter? Consultado em 12 de Setembro de 2015 em: http://www.indiana.edu/~clp/documents/water_column/Water_Col_V23N1.pdf Good, C., et al, (2011). The effects of ozonation on performance, health and welfare of rainbow trout Oncorhynchus mykiss in low-exchange water recirculation aquaculture systems. Aquacultural Engineering. Vol.44. pp.97-102 Kubitza, F. (2006). Sistemas de Circulação: Sistemas fechados com tratamento e reuso da água. Panorama da AQÜICULTURA, 15-22. Langwenva, S. P., et al,. (consultado em 2015). Preparation and characterization of activated carbon from South African coal and coal fly ash for adsorption application. pp.2 Lekang, O. (2007). Aquaculture Engineering. 1º Edição, Blackwell Publishing. Oxford Liu, K., et al, (2013). A new preparation process of coal-based magnetically activated carbon. Losordo, et al, (1998). Recirculating aquaculture tank production systems. An overview of critical considerations. Southern Regional Aquaculture Center, No 451. Losordo, et al, (1999). Recirculating aquaculture tank production systems. A review of component options. Southern Regional Aquaculture Center, No 453. Malone, R. (2013). Recirculating Aquaculture Tank Production Systems – A Review of Current Design Practice. Southern Regional Aquaculture Center, No 453 Martins, A. P. (2015). Legislação sobre Protecção dos animais utilizados para fins científicos. Em CAL-AQUA (2015). 9ª edição. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 53 Masser, et al,(1999). Recirculating Aquaculture Tank Production Systems – Management of Recirculating Systems. Southern Regional Aquaculture Center, No 452. Meybeck, M, et al, (desconhecido). Water Quality Monitoring – A Practical Guide to the Design and Implementation of Freshwater Quality Studies and Monitoring Programmes. Consultado em 10 de Setembro de 2015 em http://www.who.int/water_sanitation_health/resourcesquality/wqmchap2.pdf Meyer, S. T. (1994). Chlorine Use in Water Disinfection, Trihalomethane Formation, and Potential Risks to Public Health. pp.99-110 Molleda, M. I. (2007). Water Quality in Recirculating Aquaculture Systems For Arctic Charr (Salvelinus alpinus L.) Culture NOAA (2011). Water quality describes the condition of the water, including chemical, physical, and biological characteristics, usually with respect to its suitability for the particular purpose such as driking or swimming. Consultado em 12 de Setembro de 2015 em: http://floridakeys.noaa.gov/ocean/waterquality.html Oceanário (2015). Consultado em 20 de Junho de 2015 em: http://www.oceanario.pt/ Okpala, C. O. R, et al, (2015). Ozone (O3) Process Technology (OPT): An Exploratoy Brief of Minimal Ozone Discharge applied to Shrimp Product. Energy Procedia. Vol. 75. pp. 2427-2435 OMP, (2015). Estuarine Science – Salinity, Consultado em 20 de Setembro de 2015 em: http://omp.gso.uri.edu/ompweb/doee/science/physical/chsal1.htm Ostrander, G. K. (2000). The Laboratory Fish. The Handbook of Experimental Animals. Parker, R. (2012). Aquaculture science. 3ª Edição, Delmar. Clifton Park. PHILIPS (2006). Ultraviolet purification application information: Perfection preserved by the purest light. Consultado em 18 de Setembro de 2015 em: http://rapiddisinfector.com/documents/philips_UV_Technology_brochure.pdf FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 54 Ribeiro (desconhecido). Sistemas de Desinfecção de Água. Consultado em 13 de Setembro de 2015 em: https://pt.grundfos.com/content/dam/BGP/Products/Sistemas%20de%20Desinfec%C3 %A7%C3%A3o.pdf Santos H. (2015). Recirculating Aquatic Systems. Em CAL-AQUA (2015). 9ª Edição Ostrander (2000) em The Laboratory Fish. The Handbook of Experimental Animals Stickney, R.R. (2000). Recirculating water systems. Em: R.R. Stickney (ed.), Encyclopedia of aquaculture. pp. 722-731. John Wiley & Sons, New York. Stickney, R.R. (2005). Aquaculture: An introductory text. 1º Edição, CABI Publishing. Oxfordshire. Timmons, M.B. e Ebeling, J.M. (2010). Recirculating aquaculture. 2ªEdição, Cayuga Aqua Venture. Ithaca. Van Haandel, A. e Van der Lubbe, J. (2007). Handbook Biological Waste Water Treatment: Design and optimisation of activated sludge systems. Quist Publishing, Leidschendam, The Netherlands. pp.87 Wedemeyer, G.A. (2000). Chlorination/Dechlorination. Em: R.R. Stickney (ed.), Encyclopedia of aquaculture. pp. 172-174. John Wiley & Sons, New York. FCUP Relatório de Estágio elaborado no Biotério de Organismos Aquáticos 55 9. Anexos 9.1 Anexo I Reserva Quant. Conf. Observações Pilhas AA Fita teflon Fita isoladora Fita-cola larga Abraçadeiras Ferramentas Quant. Conf. Observações X-Acto Alicate Chave fendas Chave Philips Fio multifilamento Lanterna Outras observações: ____________________________________________________________________________ ____________________________________________________________________________ ____________________________________________________________________________ ____________________________________________________________________________ _______________________ _______________________ _______________________ (responsável pelo transporte) (responsável pelo fornecimento) (responsável pela receção) 63 9.3 Anexo III Transferência de animais entre sistemas 1 - Antes da Transferência - Comunicar à equipa do BOGA a pretensão de transferir animais de um determinado sistema para outro indicando o número de indivíduos, espécie e condições do sistema, aguardando a resposta; - Verificar se os indivíduos que vão ser transferidos estão em boas condições; - Saber se o sistema para o qual vão ser transferidos foi desinfectado, e se não tiver sido é necessário desinfectá-lo primeiro (em caso de dúvida ver anexo); - Juntar todo o material necessário para a manutenção do novo sistema (filtros, bombas, pedras difusoras…); - Verificar se todo o material está funcional, em caso contrário corrigir as falhas; - Ajustar os parâmetros físico-químicos (temperatura, salinidade e pH) do novo sistema aos verificados no sistema em que os indivíduos se encontram; - Juntar todo o material necessário para a captura e transporte dos animais (camaroeiros e recipientes de tamanhos adequados). 2 - Durante a Transferência - A transferência deve ser o mais rápido e o menos stressante possível para os animais que vão mudar de sistema; - Desligar e retirar (se possível) todo o material que prejudique a captura dos indivíduos (bombas, pedras difusoras, resistências, rochas, troncos…); - Colocar água do sistema no recipiente a utilizar na transferência; - Capturar os animais a serem transferidos com o auxílio de um camaroeiro, e colocalos no recipiente com a água do sistema; - NÃO colocar uma elevada biomassa no recipiente; - Transferir os animais de forma célere mas em segurança (de modo a não causar elevado stresse) até ao novo sistema; - Colocá-los lentamente (com o auxílio de um camaroeiro ou despejando o recipiente) no novo sistema; - Repetir todos estes processos até que a transferência de todos os animais esteja completa. 3 - Depois da Transferência - Se possível, colocar mais pedras difusoras ou uma cobertura no tanque de modo a reduzir o stresse nos primeiros dias; - Vigiar atentamente e regularmente o comportamento dos animais transferidos de modo a detectar alguma irregularidade; - Medir regularmente os parâmetros químicos (nitritos e amónia), e fazer trocas de água se necessário; - Manter o sistema a funcionar correctamente (medir os parâmetros físico-químicos, limpar o sistema, alimentar os animais) corrigindo e prevenindo qualquer problema que possa surgir, de forma a promover o bem-estar animal. ANEXO – Desinfecção do sistema - Utilizar um pouco de lixívia ou screen (ler e seguir as normas dos respectivos rótulos) e deixar o sistema a circular durante algum tempo (dependente do tamanho do sistema); - Passar todo o material por água corrente de modo a retirar o desinfectante (prejudicial para os animais) e os possíveis contaminantes; - Tombar o reservatório (se for um tanque deve-se pedir auxílio a um elemento da equipa do BOGA) de modo a que a água escorra; - Esfregar todas as paredes do tanque/aquário, utilizando água corrente e uma vassoura ou um pano; - Deixar secar todo o material.