Vergleich des klassischen atopischen Ekzems mit der atopischen Prurigo sowie der nicht-atopischen Prurigo nodularis bei Erwachsenen hinsichtlich der Anamnese, Klinik und epidermalen Barriere

Aus der Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie (damaliger Direktor: Prof. Dr. med. Thomas Schwarz) im Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel an der Christian-Albrechts-Universität zu Kiel Vergleich des klassischen atopischen Ekzems mit der atopischen Prurigo sowie der nicht-atopischen Prurigo nodularis bei Erwachsenen hinsichtlich der Anamnese, Klinik und epidermalen Barriere Inauguraldissertation zur Erlangung der Doktorwürde der Medizin der Medizinischen Fakultät der Christian-Albrechts-Universität zu Kiel vorgelegt von Anna Rahel Maria Reimer aus Kiel Kiel 2022 1. Berichterstatterin: Prof. Dr. med. Regina Fölster-Holst 2. Berichterstatterin: Prof. Dr. med. Susanna Nikolaus Tag der mündlichen Prüfung: 10. April 2024 zum Druck genehmigt: Kiel, den 31. Januar 2024 gezeichnet: Prof. Dr. med. Regina Fölster-Holst Inhaltsverzeichnis Glossar III 1. Einführung.....................................................................................................................1 1.1 Die intakte epidermale Barriere..........................................................................1 1.2 Das atopische Ekzem..........................................................................................3 1.2.1 Epidemiologie und Terminologie.................................................................3 1.2.2 Ätiopathogenese............................................................................................4 1.2.2.1 Die gestörte epidermale Barriere......................................................4 1.2.2.2 Das gestörte Immunsystem...............................................................6 1.2.2.3 Einflussfaktoren................................................................................7 1.2.3 Klinik und Verlaufsformen...........................................................................8 1.2.4 Diagnostik und Therapie...............................................................................9 1.3 Die Prurigo nodularis........................................................................................10 1.4 Der Pruritus.......................................................................................................12 1.5 Fragestellung und Ziel der Arbeit.....................................................................12 2. Material und Methoden..............................................................................................13 2.1 Studie................................................................................................................13 2.1.1 Studienziele.................................................................................................13 2.1.2 Studienpopulation und -gruppen.................................................................13 2.1.3 Studiendesign und -ablauf...........................................................................14 2.2 Methodik...........................................................................................................15 2.2.1 Anamneseerhebung.....................................................................................15 2.2.2 Klinische Beurteilung.................................................................................15 2.2.3 Biophysikalische Messungen......................................................................16 2.2.3.1 Hydratationsmessung......................................................................16 2.2.3.2 TEWL-Messung..............................................................................17 2.2.4 Histologische Untersuchung.......................................................................17 2.2.4.1 Hautprobenentnahme......................................................................17 2.2.4.2 Übersichtsfärbung...........................................................................18 2.2.4.3 Immunhistochemische Färbung......................................................18 2.2.4.4 Auswertung.....................................................................................20 2.2.5 Ultrastrukturelle Untersuchung...................................................................20 2.2.5.1 Durchführung der Hautabrisse........................................................20 I 2.2.5.2 Transmissionselektronenmikroskopie.............................................20 2.2.5.3 Auswertung.....................................................................................21 2.2.6 Molekulargenetische Untersuchung............................................................22 2.2.6.1 Blutentnahme..................................................................................22 2.2.6.2 DNA-Aufbereitung.........................................................................23 2.2.6.3 Genotypisierung..............................................................................24 2.3 Ethikvotum........................................................................................................25 2.4 Statistische Auswertung....................................................................................25 3. Ergebnisse....................................................................................................................26 3.1 Krankengeschichte............................................................................................26 3.2 Klinik................................................................................................................29 3.3 Hydratation und TEWL....................................................................................31 3.4 Gewebe und epidermale Differenzierungsproteine...........................................33 3.5 Lipidlamellen und Korneodesmosomen...........................................................37 3.6 FLG-Mutationen...............................................................................................39 3.7 Korrelationen....................................................................................................39 4. Diskussion....................................................................................................................40 4.1 Krankengeschichte............................................................................................40 4.2 Klinik................................................................................................................41 4.3 Hydratation und TEWL....................................................................................43 4.4 Gewebe und epidermale Differenzierungsproteine...........................................45 4.5 Lipidlamellen und Korneodesmosomen...........................................................47 4.6 FLG-Mutationen...............................................................................................48 4.7 Korrelationen....................................................................................................49 4.8 Klinische Implikationen....................................................................................49 4.9 Schlussfolgerungen...........................................................................................50 5. Zusammenfassung.......................................................................................................51 6. Literaturverzeichnis....................................................................................................54 7. Anhang.........................................................................................................................65 8. Eidesstattliche Versicherung......................................................................................78 9. Danksagung.................................................................................................................79 10. Veröffentlichung.........................................................................................................80 II Glossar ABC: avidin-biotin complex AE: atopisches Ekzem AMP: antimikrobielles Peptid AP: atopische Prurigo BDNF: brain-derived neurotrophic factor BMI: Body-Mass-Index CE: cornified envelope CGRP: calcitonin gene-related peptide CLA: cutaneous lymphocyte antigen DAB: 3,3’-Diaminobenzidin DLQI: dermatology life quality index DNA: deoxyribonucleic acid dNTP: Desoxyribonukleosidtriphosphat EASI: eczema area and severity index EDC: epidermal differentiation complex EDTA: ethylene diamine tetraacetic acid ET-1: Endothelin-1 FLG: Filaggrin-Gen HE: Hämatoxylin-Eosin HIV: Humanes Immundefizienz-Virus (n)ICLL: (normalized) intercellular lipid lamellae ICS: intercellular space IgE: Immunglobulin E IHC: Immunhistochemie Il: Interleukin MGB: minor groove binder NGF: nerve growth factor NMF: natural moisturizing factor NRS: numerische Rating-Skala NT-3/-4: Neurotrophin-3/-4 PAS: prurigo activity score III PCR: polymerase chain reaction PN: Prurigo nodularis SC: Stratum corneum SCORAD: severity scoring of atopic dermatitis SP: Substanz P SPR: small proline rich protein TBS: Tris-buffered saline TE-Puffer: TRIS-EDTA-Puffer TEM: Transmissionselektronenmikroskopie TEWL: transepidermal water loss Th-Zellen: T-Helferzellen Treg-Zellen: regulatorische T-Zellen TRIS: Tris(hydroxymethyl)aminomethan TSLP: thymic stromal lymphopoietin UV-Licht: Ultraviolettes Licht Anmerkung: In den mit einem Stern (*) gekennzeichneten Kapiteln der Einführung werden Abkürzungen für Botenstoffe und deren Zielstrukturen der Einfachheit halber nicht bei erster Nennung im laufenden Text definiert. Sie sind direkt dem Glossar zu entnehmen. IV 1 1. Einführung 1.1 Die intakte epidermale Barriere Die Epidermis bildet als äußerste Schicht der Haut eine natürliche Barriere des menschlichen Organismus nach außen zum Schutz vor Umwelteinflüssen wie dem Eindringen von Allergenen, toxischen Substanzen und infektiösen Erregern („outside-in-Barriere“) sowie nach innen zum Schutz vor dem Verlust wichtiger in ihr enthaltender Moleküle wie Wasser („inside-out-Barriere“) (Fölster-Holst und Schwarz 2011). Dieses Kapitel beleuchtet die physikalische Barriere und klammert die biochemische oder antimikrobielle Barriere, die hauptsächlich den pH-Wert und Komponenten des angeborenen Immunsystems wie Lysozyme und antimikrobielle Peptide (AMPs) umfasst, sowie die immunologische Barriere aus (Proksch et al. 2006). Entsprechend des Proliferationsund Differenzierungsprozesses der Keratinozyten wird die Oberhaut von basal nach apikal in vier Schichten unterteilt: Auf das Stratum basale (Proliferationsstadium) und spinosum (Synthesestadium der für die Keratinisierung wichtigen Bestandteile) folgt das Stratum granulosum, in dem die terminale Differenzierung erfolgt (siehe Abbildung 1). Die Zellen enthalten Lamellarkörperchen, deren Lipide wie Glucosylceramide, Phospholipide und Cholesterol sowie diese umsetzenden sauren Hydrolasen wie β-Glucocerebrosidase, Sphingomyelinase und Phospholipase A2 in der äußersten granulären Schicht nach interzellulär exozytiert werden. Ein weiterer Zellbestandteil, die Keratohylingranula, bestehen überwiegend aus Loricrin, Profilaggrin, das zu Filaggrin gespalten wird, und Keratohyalin, aus dem das Keratin gebildet wird (Candi et al. 2005). Im Stratum corneum (SC), das aus circa 20 Schichten besteht, haben die flachen, ehemals Keratino-, jetzt Korneozyten Zellkern und Zellorganellen verloren (Ring 2012). Anstatt der Zellmembran werden sie vom „cornified envelope“ (CE) umgeben: Er besteht aus Proteinen wie Loricrin, Involucrin und „small proline riche proteins“ (SPRs), die über Transglutaminasen quervernetzt werden, und ist intrazellulär über Filaggrin-aggregierte Keratinfilamente mit dem Zytoskelett verknüpft und extrazellulär an die lamellenartige Lipidschicht aus vornehmlich Ceramiden, Cholesterol und freien Fettsäuren gebunden. So entsteht eine kompakte Protein-Lipid-Matrix (siehe Abbildung 1) (Candi et al. 2005). Zudem unterstützen Korneodesmosomen diesen stabilen, widerstandsfähigen Verbund, indem sie die Korneozyten-Kohäsion ermöglichen und so wesentlich zur Integrität der epidermalen 2 Permeabilitätsbarriere beitragen (Elias et al. 2008). Das Model aus „Ziegelsteinen und Mörtel“ veranschaulicht diesen Aufbau des SC aus Hornzellen und Fetten (Elias 1983). Die pH-abhängigen Proteasen und Protease-Inhibitoren, die auch aus den Lamellarkörperchen nach extrazellulär freigesetzt werden, sorgen für die kontinuierliche Desquamation, die mit der Proliferation der Keratinozyten im Gleichgewicht steht (Ring 2012). Der beschriebene Verhornungsprozess gilt als eine besondere Form des programmierten Zelltods (Candi et al. 2005) und wird im Rahmen der Homöostase der epidermalen Permeabilitätsbarriere unter anderem durch Zytokine, den Kalziumgradienten, den pH-Wert und die Hydratation reguliert (Lee et al. 2006, Fluhr et al. 2008, Proksch et al. 2008). Abbildung 1: Die Schichten der Epidermis mit den jeweiligen Stadien des Verhornungsprozesses und hervorgehoben der Aufbau des „cornified envelope“ im Stratum corneum (mit Genehmigung des Springer Nature Verlags modifiziert aus: Candi et al. 2005) (SPRs: „small proline rich proteins“) Nachfolgend werden einzelne CE-Bestandteile näher beleuchtet (siehe Abbildung 1): Involucrin ist eine frühe Komponente der CE-Konstruktion (Expression im oberen Stratum spinosum und granulosum) und stellt das Gerüst dar, an das die anderen Bausteine subsequent angeknüpft werden. Es bildet die äußere Oberfläche des CE, an das die Ceramide mit ihren langen Fettsäureketten kovalent gebunden sind (Candi et al. 2004). Loricrin wird erst spät im oberen Stratum granulosum exprimiert und ist die Hauptkomponente des CE. Quervernetzt über SPRs verstärkt es die zytoplasmatische Seite des CE (Candi et al. 2005). Filaggrin wird im Stratum granulosum und in der Übergangszone zum unteren SC exprimiert. Es entsteht aus dem großen, inaktiven Vorläuferprotein Profilaggrin durch Dephosphorylierung und proteolytische Abspaltung multipler Kopien (O’Regan et al. 2009). Proliferation Synthese von Bausteinen für Keratinisierung Terminale Differenzierung Desquamation 3 Filaggrin („filament aggregating protein“) hat die Eigenschaft, die Keratinfilamente zu engen Bündeln zu verdichten, ausgerichtet in regulären Reihen parallel zur Oberfläche der Epidermis, was zum Kollaps des Zytoskeletts führt und so die abgeplattete Zellform der Korneozyten bedingt (Candi et al. 2005). Filaggrin hat eine kurze Halbwertszeit von sechs Stunden und wird dann durch Hydrolyse zu freien Aminosäuren abgebaut, die zu den „natural moisturizing factors“ (NMFs) gehören. Diese sind stark hygroskopisch und tragen erheblich zur Wasserretention im SC bei (O’Regan et al. 2009). Ein weiterer wichtiger Wasserbinder ist Glycerol (Fluhr et al. 2008). Auch der lange Diffusionsweg durch die Zellschichten und die hoch hydrophobe Lipidmatrix des SC verhindern den Durchtritt von Wasser (Rawlings und Harding 2004, Elias et al. 2008). Der Wassergehalt des SC, welcher hauptsächlich für dessen Elastizität verantwortlich ist, beträgt circa 30 % (Imokawa et al. 1991). Außerdem ist eine optimale Hydratation für die normale Funktion der Enzyme im SC erforderlich (Fluhr et al. 2008). Von den Fetten im SC sind vor allem die Ceramide entscheidend für die interzelluläre lamelläre Lipidorganisation in Form von gestapelten Doppelschichten (Iwai et al. 2012). Zusätzlich spielen sie auch eine Rolle in epidermalen Signalwegen zur Regulierung der Proliferation, Differenzierung und Apoptose der Keratinozyten (Uchida 2014). 1.2 Das atopische Ekzem 1.2.1 Epidemiologie und Terminologie Das atopische Ekzem (AE), auch genannt Neurodermitis oder atopische Dermatitis, ist eine der verbreitetsten chronisch-entzündlichen Hauterkrankungen. In Industrieländern stieg die Lebenszeitprävalenz in den letzten Jahrzehnten deutlich an und beträgt inzwischen etwa 10 - 20 % (Weidinger und Novak 2016). Das AE beginnt typischerweise in der frühen Kindheit und heilt dann oft im Verlauf aus. Es kann aber auch im Erwachsenenalter persistieren, rezidivieren oder als „adult-onset“-Form (circa 25 % der Erwachsenen mit AE) erstmalig auftreten (Silverberg 2019, Fishbein et al. 2020, Langan et al. 2020). Die Prävalenz des AE bei Erwachsenen, welches am häufigsten im Alter von 20 bis 40 Jahren auftritt, liegt bei etwa 3 % - wobei es damit allerdings als deutlich unterdiagnostiziert eingeschätzt wird (Silvestre Salvador et al. 2017). Das AE ist häufig mit der allergischen Rhinokonjunktivitis und dem allergischen Asthma bronchiale assoziiert. Dieser Zusammenhang prägte ursprünglich den Begriff Atopie, also die familiär gehäufte Neigung zu Überempfindlichkeitsreaktionen von Haut und Schleimhäuten gegenüber Allergenen (Zollner et al. 2002, Ring 2012). 10 und/oder Calcineurininhibitoren beziehungsweise auch dem Phosphodiesterase-4-Hemmer Crisaborol, auf der wiederum nächsten die systemischen Immunsuppressiva wie Cyclosporin A, Azathioprin, Methotrexat und Mycophenolatmofetil sowie gegebenenfalls kurzfristig orale Glukokortikoide. Gegen den Juckreiz können ergänzend lokale Antipruriginosa sowie orale Antihistaminika zum Einsatz kommen, bei Superinfektionen Antiseptika und Antiinfektiva. Zudem bestehen nicht-medikamentöse Therapiemöglichkeiten insbesondere die Phototherapie. Die spezifische Immuntherapie sowie eine Psychotherapie kommen gegebenenfalls außerdem in Betracht (Werfel et al. 2016, Langan et al. 2020). Verschiedene, sowohl systemisch als auch topisch wirksame Biologika, die gegen unterschiedliche immunologische Zielstrukturen gerichtet sind, sind in der Entwicklung. Der erste zugelassene monoklonale Antikörper war der Anti-IL-4und -13-Rezeptor-Antikörper Dupilumab, der ein deutliches Ansprechen hervorrief und mittlerweile auch bei der atopischen Prurigo erprobt ist (Wollenberg et al. 2016, Czarnowicki et al. 2019, Napolitano et al. 2020, Silverberg 2019, Fishbein et al. 2020, Langan et al. 2020). Auch speziell auf Filaggrin ausgerichtete Therapieansätze wie rekombinantes Filaggrin oder bioaktive Substanzen, die die FLGExpression erhöhen, werden erforscht (Czarnowicki et al. 2019). 1.3 Die Prurigo nodularis* Die Prurigo nodularis (PN) ist eine chronische Hauterkrankung geringer Prävalenz, die vor allem Erwachsene meist im Alter von circa 50 Jahren betrifft (Zeidler et al. 2018, S. Ständer et al. 2020). Sie tritt im Zusammenhang mit verschiedensten Erkrankungen auf, am häufigsten (zu fast 50 %) mit dem AE, was dann der oben genannten AP entspricht (siehe Kapitel 1.2.3) (Iking et al. 2013). Die PN ist aber auch mit anderen Dermatosen als dem AE assoziiert sowie mit systemischen Erkrankungen, besonders mit chronischer Niereninsuffizienz und mit hepatischen, am häufigsten cholestatischen Erkrankungen. Hierbei werden unter anderem die Wirkung urämischer beziehungsweise cholestatischer Toxine sowie Störungen des endogenen Opioidmetabolismus diskutiert (Mettang et al. 2014). Auch im Rahmen von malignen Tumoren, besonders Lymphomen, Endokrinopathien wie Hyperund Hypothyreose sowie Infektionserkrankungen wie HIV, Hepatitis C oder atypischen Mykobakteriosen kann eine PN auftreten. Des Weiteren tritt sie bei neuropathischen Krankheitsbildern wie der Post-ZosterNeuralgie, psychiatrisch und psychosomatisch sowie idiopathisch und sehr häufig multifaktoriell bedingt auf (Rowland Payne et al. 1985, Pugliarello et al. 2011, Iking et al. 2013, Mettang et al. 2014, Schneider et al. 2014, Zeidler et al. 2018). Kürzlich wurde die PN als eine klinische Unterform der sogenannten chronischen Prurigo definiert, die eine eigene Krankheitsentität darstellt und sich durch eine neuronale 11 Sensitivierung gegenüber Juckreiz und durch die Entwicklung eines Juckreiz-Kratz-Kreislaufs auszeichnet (Pereira et al. 2018). Die der PN zugrunde liegenden genauen Pathomechanismen sind noch nicht vollständig geklärt. Histologisch zeigt sich in der Haut unter anderem eine epidermale Hyperplasie, kompakte Hyperkeratose, Hypergranulose und Akanthose sowie Fibrose der papillären Dermis und ein nichtspezifisches Entzündungsinfiltrat (Jorizzo et al. 1981, Weigelt et al. 2010, Pereira et al. 2017). Auch dermale Langerhanszellen sind vermehrt nachweisbar (Johansson et al. 1998). Neben der immunologischen Komponente existiert eine starke neuronale Beteiligung: Eine reduzierte intraepidermale Nervenfaserdichte (auch in nichtbetroffener Haut) resultiert wahrscheinlich aus dem wiederholten Kratzen (Schuhknecht et al. 2011, Bobko et al. 2016, Pereira et al. 2017). Die Überexpression des Neurotrophins NGF und seiner Rezeptoren bewirkt hingegen eine dermale Neurohyperplasie (Vaalasti et al. 1989, Johansson et al. 2002, Schulte-Herbrüggen et al. 2007). Die neuroimmune Interaktion zeigt sich zum Beispiel an der erhöhten Anzahl an Mastzellen, Eosinophilen und T-Lymphozyten, die vermehrt Granulaproteine, Zytokine und Neuromediatoren wie Histamin, IL-31 und NGF sezernieren und so über die entsprechenden Rezeptoren periphere Nervenfasern aktivieren, die häufig in unmittelbarer Nähe liegen (Liang et al. 1998, Raap und Günther 2014). Umgekehrt funktioniert die neurogene Inflammation über von bestimmten Neuronen verstärkt exprimiertes CGRP und SP, die eine Vasodilatation und Plasmaextravasation sowie Rekrutierung und Regulation von Entzündungszellen initiiert (Liang et al. 2000, Raap und Günther 2014). Klinisch ist die PN durch einen seit mindestens 6 Wochen bestehenden, starken Pruritus mit zum Teil neuropathischer Komponente, ausgeprägtes Kratzverhalten sowie in der Folge lokalisiert bis generalisiert auftretende Hautläsionen analog der oben beschriebenen AP gekennzeichnet (H. F. Ständer et al. 2020). Sie hat genauso erheblichen Einfluss auf die Lebensqualität (siehe Kapitel 1.2.3) und ist ebenfalls primär klinisch zu diagnostizieren (Accioly-Filho et al. 2000, Zeidler et al. 2018). In den letzten Jahren sind zunehmend diagnostische Algorithmen entwickelt worden, die je nach Anamnese und Befund eine weiterführende Diagnostik erfordern (H. F. Ständer et al. 2020). An Differentialdiagnosen kommen ergänzend zu denen beim AE unter anderem bullöse Dermatosen, der Lichen ruber planus sowie selbst-induzierte Hautläsionen in Betracht (H. F. Ständer et al. 2020). Für die PN liegen weiterhin wenig randomisierte kontrollierte Studien vor. Die Therapie gestaltet sich meist sehr schwierig, weshalb ein individuelles, multimodales und schrittweises 12 Therapiekonzept empfohlen wird. Neben grundsätzlichen Maßnahmen wie dem Kurzschneiden der Fingernägel zur Verhinderung des Kratzens und dem Einsatz von Emollentien zur Vermeidung von Pruritus auslösender Xerose (auch zusammen mit Antipruriginosa wie Menthol oder Polidocanol) stehen abhängig von Ätiologie und Ausprägungsgrad topisch Glukokortikoide, Calcineurininhibitoren, Calcipotriol (Vitamin DDerivat) und Capsaicin, systemisch Antihistaminika, Gabapentinoide, Antidepressiva, Opioidsowie Neurokinin-1-Rezeptor-Antagonisten, Immunsuppressiva wie Cyclosporin A und Methotrexat oder selten auch kurzfristig orale Glukokortikoide sowie die UVLichttherapie zur Verfügung. Neue, gezielte Therapien sind in der Erprobung; der Antikörper Dupilumab offenbarte in jüngsten Studien auch bei der PN einen deutlichen Effekt (Lee und Shumack 2005, Zeidler et al. 2018, Weisshaar et al. 2019, H. F. Ständer et al. 2020, Ständer et al. 2022, Husein-ElAhmed und Steinhoff 2022). 1.4 Der Pruritus* Ebenfalls nicht vollständig geklärt sind die generellen Mechanismen des Juckreizes. Grundsätzlich geht man davon aus, dass die Nervenfasern in der Haut durch einen Barriereschaden selbst geschädigt und damit aktiviert werden. Der so hervorgerufene Juckreiz führt zum Kratzen, was wiederum den Barriereschaden unterhält (Juckreiz-Kratz-Kreislauf) (Yosipovitch et al. 2019). Dabei spielen die ortsständigen Keratinozyten, eine erhöhte Anzahl an Mastzellen und Eosinophilen, eine Reihe von Mediatoren wie Histamin, Proteasen, Zytokine wie IL-4, -13 und -31, Neurotrophine wie NT-3, NT-4, NGF und BDNF, Neuropeptide wie CGRP, SP und ET-1 und deren Rezeptoren sowie eine erhöhte Dichte und Hyperreagibilität der C-Fasern der Haut eine Rolle und beinhalten komplexe Interaktionen (Raap et al. 2011, Yosipovitch et al. 2019). Erhöhte Level einiger der genannten Botenstoffe korrelieren mit der Krankheitsschwere des AE zum Beispiel IL-31. Manche der genannten Mediatoren fungieren auch als spinale Transmitter (Raap et al. 2011). 1.5 Fragestellung und Ziel der Arbeit Die Patienten/-innen der drei vorgestellten dermatologischen Krankheitsbilder klassisches atopisches Ekzem (AE), atopische Prurigo (AP) und nicht-atopische Prurigo nodularis (PN) haben einen chronischen Verlauf sowie das Symptom Juckreiz, Hautveränderungen und eine dadurch eingeschränkte Lebensqualität gemeinsam. Über Unterschiede oder weitere Gemeinsamkeiten bezüglich der Anamnese, klinischer Parameter und vor allem der epidermalen Barriere ist bislang wenig bekannt. So beruht die Einteilung in AE oder AP rein auf morphologischen Gesichtspunkten, die in AP und PN nur auf der ätiologischen Grundlage. 13 Wir fragten uns somit, inwieweit sich die drei Krankheitsbilder voneinander unterscheiden, um anhand der Ergebnisse zukünftig etwa eine gezieltere Diagnostik und eine mehr Pathogenese-orientierte Therapie einsetzen zu können, wie es zunehmend im Hinblick auf das AE gefordert wird (Czarnowicki et al. 2019). Hierfür initiierten wir eine klinische Beobachtungsstudie, bei der die unterschiedlichen Gruppen hinsichtlich verschiedener Parameter verglichen wurden. Den Schwerpunkt legten wir dabei auf die epidermale Barriere, die beim AE sehr gut, bei der PN dagegen bisher kaum untersucht wurde. Anmerkung: Hinsichtlich der korrekten Bezeichnung der AP gibt es in der Literatur keine einheitliche Verwendung: Es existieren unter anderem die Begriffe Prurigoform des atopischen Ekzems, atopische Prurigo nodularis sowie Prurigo nodularis beim atopischen Ekzem. Zur Verdeutlichung des Begriffs als Schnittmenge aus den beiden anderen Krankheitsbildern sowie der Parallelität der drei Abkürzungen untereinander wird in dieser Arbeit von der atopischen Prurigo gesprochen. 2. Material und Methoden 2.1 Studie 2.1.1 Studienziele Primäres Ziel der Studie war die Erfassung möglicher Unterschiede beziehungsweise Gemeinsamkeiten zwischen den drei dermatologischen Krankheitsbildern AE, AP und PN verglichen mit hautgesunden Kontrollen (K). Hierzu wurden in erster Linie Parameter untersucht, die die Hautbarrierestruktur und -funktion wesentlich bestimmen. Als biophysikalische Parameter wurden die Hydratation des SC und der TEWL erfasst. Als histologische Parameter wurde der Gehalt an den CE-Proteinen Filaggrin, Loricrin und Involucrin ermittelt. Die Analyse der Lipidlamellen des SC wurde als ultrastruktureller und die der FLG-Mutationen als molekulargenetischer Parameter bestimmt. Begleitend fanden eine ausführliche Anamnese und eine klinische Beurteilung statt. Sekundäres Ziel war es, Korrelationen zwischen den genannten Parametern innerhalb der einzelnen Krankheitsgruppen zu untersuchen. 2.1.2 Studienpopulation und -gruppen Anstatt der geplanten 30 (10 je Studiengruppe) konnten letztendlich lediglich 25 erwachsene Patienten/-innen mit AE, AP und PN (siehe Abbildung 2) zwischen 18 und 60 Jahren, davon 18 weibliche und 7 männliche, über die Neurodermitis-Sprechstunde aus dem Patientengut der Hautklinik Kiel (Einzugsgebiet Norddeutschland) rekrutiert werden. Diese mussten eine 14 klare Diagnose der jeweiligen Erkrankung - bei den atopischen Gruppen nach den Kriterien von Hanifin und Rajka (Hanifin und Rajka 1980) - sowie zum Untersuchungszeitpunkt sichtbare Hautläsionen aufweisen, die flächenmäßig für die biophysikalischen Messungen, einen Hautabriss und eine Hautprobenentnahme ausreichten. Als Kontrollen dienten 10 hautgesunde Erwachsene aus dem Großraum Kiel, die über Aushänge am Universitätsklinikum Schleswig-Holstein (UKSH) in Kiel rekrutiert wurden, darunter 6 weibliche und 4 männliche. Für alle Studiengruppen galten das oben genannte Alter sowie das Abgeben einer schriftlichen Einverständniserklärung nach erfolgter Aufklärung als Einschlusskriterien. Die Probanden/-innen erhielten für die Teilnahme eine Aufwandsentschädigung von je 50 Euro. Abbildung 2: Schematische Darstellung der Studiengruppen (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen, n: Stichprobenumfang) 2.1.3 Studiendesign und -ablauf Die vorliegende klinische Beobachtungsstudie wurde zwischen Oktober 2015 und Juni 2016 in der Neurodermitis-Ambulanz der Hautklinik Kiel durchgeführt, der Großteil (80 %) von Oktober bis Dezember. Am jeweils vereinbarten Termin fand zunächst die Aufklärung und schriftliche Einwilligungserklärung der Probanden/-innen statt. Anschließend wurde ausreichend Zeit zur Beantwortung der Fragebögen gegeben. Der SCORAD sowie die aktuelle Juckreizintensität wurden erhoben (ersterer durch eine/-n erfahrene/-n Kliniker/-in) und zudem der aktuelle Hautstatus fotografisch dokumentiert. Als nächstes wurden jeweils auf betroffener und nichtbetroffener Haut die biophysikalischen Messungen durchgeführt und die Hautabrisse genommen. Es folgten die Blutentnahme sowie die Entnahme der Hautproben aus läsionaler und nicht-läsionaler Haut, die nach separater Aufklärung und schriftlicher Einwilligungserklärung durch eine/-n approbierte/-n Arzt/Ärztin erfolgte. Es wurde versucht, für die Messungen, Abrisse und Proben möglichst die gleiche Lokalisation, nämlich die 15 untere Extremität zu wählen. Für Wundkontrolle und Fadenzug wurde auf den/die Hausarzt/- ärztin verwiesen, bei auftretenden Komplikationen die Wiedervorstellung in der Hautklinik empfohlen. Die Blutprobe wurde gekühlt gelagert, von dem Hautbiopsiematerial wurde eine Hälfte fixiert und die andere einer weiteren Untersuchung zugeführt, welche nicht Teil dieser Arbeit ist. Ebenso verhielt es sich mit weiteren abgenommenen Blutproben und Hautabstrichen sowie von den Probanden/-innen mitgebrachten Stuhlproben; anamnestische und klinische Daten sowie Fotografien und die molekulargenetische Auswertung wurden für beide Arbeiten verwendet. 2.2 Methodik Anmerkung: Die für die gesamte Methodik verwendeten Substanzen, Materialien, genauen Vorlagen und Protokolle werden im Anhang detailliert aufgeführt (siehe Abbildung 26 bis 33 sowie Tabelle 1 bis 18). 2.2.1 Anamneseerhebung Mithilfe zweier Fragebögen wurde eine umfassende Anamnese erhoben: Abgesehen von Basisinformationen wie Geschlecht, Alter, BMI und Erkrankungsalter wurde nach einer allergischen Rhinitis oder einem Asthma bronchiale gefragt, sowie nach Pollen-, Hausstaubmilben-, Tierhaarund Nahrungsmittelallergien, atopischen Erkrankungen in der Familie, Muttermilchernährung, Kindergartenbesuch, Stadtoder Land-Leben, Haustierhaltung, Nikotinkonsum, Begleiterkrankungen sowie nach topischen und systemischen Therapien. 2.2.2 Klinische Beurteilung Zur Beurteilung der Krankheitsschwere wurden der SCORAD (European task force on atopic dermatitis 1993), die aktuelle Juckreizintensität mittels numerischer Rating-Skala (NRS) (Pereira und Ständer 2017) und der „dermatology life quality index“ (DLQI) (Finlay und Khan 1994) mithilfe des entsprechenden Fragebogens herangezogen. Für den SCORAD wurde die Krankheitsausdehnung in Prozent der betroffenen Körperoberfläche bestimmt, die Krankheitsintensität anhand sechs verschiedener klinischer Parameter (Erythem, Ödem/Papeln/Infiltration, Nässen/Krusten, Exkoriation, Lichenifikation, Trockenheit) mit Schweregraden von 0 (= nicht ausgeprägt) bis 3 (= stark ausgeprägt) und die subjektiven Beschwerden Juckreiz und Schlafverlust anhand einer visuellen Analogskala von 0 (= nicht vorhanden) bis 10 (= stark vorhanden). Mithilfe einer definierten Formel wurde die Gesamtpunktzahl (maximal 103 Punkte) errechnet. Die NRS beinhaltet eine Bewertung von 0 bis 10 Punkten. Der DLQI besteht aus 10 Fragen, die mit 0 (= überhaupt nicht) bis 3 (= sehr) bewertet und deren Punkte am Ende aufsummiert wurden (maximal 30 Punkte). Zudem 16 wurden vorhandene Atopie-Stigmata mit Schweregraden von 0 (= nicht vorhanden) bis 3 (= stark ausgeprägt) dokumentiert. 2.2.3 Biophysikalische Messungen Die Hydratation des SC und der TEWL dienten als Marker für die Funktion der epidermalen „inside-out“-Barriere. Beide Messungen wurden mit Geräten der Firma Courage + Khazaka electronic GmbH, Köln durchgeführt. Für beide Messmethoden gilt: Für genaue, reproduzierbare und später vergleichbare Messwerte sind konstante Raumbedingungen nötig. Ideal sind 20 - 22 °C und 40 - 60 % Luftfeuchtigkeit. Tatsächlich lag bei den durchgeführten Messungen die Raumtemperatur im Mittel bei 23 ± 1 °C und die Luftfeuchtigkeit im Mittel bei 42 (Tewameter®) beziehungsweise 44 (Corneometer®) ± 8 %. Außerdem wurden die Messungen unter gleichen Lichtbedingungen ohne direkte Lampenoder Sonneneinstrahlung sowie ohne starke Luftbewegungen vorgenommen. Die Testperson konnte sich zuvor für mindestens 10 - 20 Minuten im Raum akklimatisieren und hatte in den letzten 24 Stunden keine Hautprodukte aufgetragen. Es wurde an möglichst unbehaarten Hautstellen gemessen sowie läsionale und nicht-läsionale direkt nebeneinander gewählt. 2.2.3.1 Hydratationsmessung Die Messung der Hydratation des SC erfolgte mit dem Corneometer® CM 825, dessen Sondenkopf (mit einer Fläche von 49 mm2) senkrecht auf die Haut aufgesetzt, kurz aufgedrückt (mit einem Druck von circa 1 N ± 10 %) und der Messwert nach einer Sekunde abgelesen wurde. Aus drei Messungen auf demselben Areal wurde der Mittelwert errechnet. Dem Gerät liegt eine kapazitive Messmethode zu Grunde: Durch metallische Leiterbahnen in der Sonde wird ein elektrisches Feld erzeugt, das durch ein Trennglas hindurch 10 - 20 µm in das SC eindringt. Dieses fungiert als Dielektrikum, bei Änderung des Wassergehalts verändern sich die dielektrischen Eigenschaften. Da Wasser eine höhere dielektrische Leitfähigkeit besitzt als andere Stoffe, ändert der Messkondensator abhängig vom Wassergehalt der Hautoberfläche seine Kapazität, die gemessen wird. Durch die geringe Eindringtiefe des elektrischen Streufeldes werden Einflüsse durch tiefere Hautschichten vermieden, durch die kurze Messzeit Okklusionseffekte verhindert. Unter normalen Raumbedingungen (siehe oben) gelten für gesunde Haut zum Beispiel an der Unterarminnenseite Referenzwerte > 40 als ausreichend feucht und < 30 als sehr trocken (relative Werte von 0 bis 130 „arbitrary units”). Allerdings können die Messwerte je nach Messbedingungen (Raumtemperatur, relative Luftfeuchtigkeit je nach Jahreszeit und 17 geographischer Lage) von diesen Anhaltspunkten abweichen. Die Messgenauigkeit des Corneometers® CM 825 liegt bei ± 3 % (Courage + Khazaka electronic 2015a). 2.2.3.2 TEWL-Messung Mit dem Tewameter® TM 300 wurde die Messung des TEWL durchgeführt. Die Sonde (mit einem Innendurchmesser von 1 cm und einer Höhe von 2 cm) wurde mit nur leichtem Druck auf die Haut aufgesetzt und für die Dauer von 30 Sekunden ruhig gehalten. Es wurde kontinuierlich jede Sekunde ein Messwert ermittelt und anschließend automatisch der Mittelwert angezeigt, bei der die mittlere Abweichung am geringsten war (die Messung somit am zuverlässigsten). Das Messprinzip basiert auf dem Fick’schen Diffusionsgesetz: Die für die Gültigkeit des Gesetzes notwendige homogene Diffusionszone wird annähernd von einer sogenannten offenen Kammer in Form eines Hohlzylinders geschaffen. Die zwei darin enthaltenen Sensorenpaare (je ein Paar Feuchteund Temperaturmesssensoren) messen den Dichtegradienten, der durch die Wasserverdunstung von der Hautoberfläche entsteht. Durch Auswertung mit einem Mikroprozessor wird so der Diffusionsstrom ermittelt, also die pro Zeiteinheit transportierte Wassermenge, proportional zur Fläche und zum Dichtegradienten, in g/hm2. Durch den kleinen Sondenkopf werden störende Luftturbulenzen in der Sonde minimiert, durch die schnelle Messung jegliche Beeinflussung des Mikroklimas auf der Haut verhindert. Die Normwerte für den TEWL betragen unter normalen Raumbedingungen (siehe oben) für unverletzte und nicht transpirierende Haut 0 - 25 g/hm2. Die Messgenauigkeit des Tewameters® TM 300 liegt bei ± 0,5 g/hm2 bei Werten von < 70 g/hm2, einer Raumtemperatur von 10 - 40 °C und einer Luftfeuchtigkeit von ≥ 30 % (Courage + Khazaka electronic 2015b). 2.2.4 Histologische Untersuchung 2.2.4.1 Hautprobenentnahme Zur Gewinnung von Hautgewebe für die histologische Untersuchung wurde eine Stanzbiopsie durchgeführt: Nach zweifacher gründlicher Desinfektion des Exzisionsareals und lokaler Infiltrationsanästhesie mit circa 3 ml des Lokalanästhetikums Prilocain (mit Zusatz von Adrenalin) erfolgte die Entnahme eines bis in die Subkutis reichenden Hautzylinders von 4 mm Durchmesser unter sterilen Bedingungen. Anschließend wurde der Hautdefekt mit Einzelknopfnähten vernäht und die Wunde steril abgedeckt. Die Hautprobe wurde unmittelbar nach Entnahme geteilt und die für die Gewebsanalyse bestimmte Hälfte in Formalin fixiert. 18 2.2.4.2 Übersichtsfärbung Die Hämatoxylin-Eosin (HE)-Färbung wurde als Übersichtsfärbung zur Beurteilung von Epidermisdicke und Entzündungsinfiltrat sowie Hyperkeratose und Hypergranulose angewandt. Das Färbeprotokoll wurde wie folgt durchgeführt: Die Formalin-fixierte Hautprobe wurde in einer aufsteigenden Alkoholreihe im Entwässerungsautomaten dehydriert und Paraffin-infiltriert (ASP300 S, Leica), anschließend erfolgte die Paraffineinbettung und das Erkalten der Blöcke. Sodann wurden diese mit einem Mikrotom (Microm® HM355, Thermo Scientific) auf 5 µm-Dicke geschnitten und die Schnitte nach vorheriger Streckung im Heißwasserbad mit Hilfe eines Pinsels auf beschichtete Objektträger (SuperFrost® Plus Menzel-Gläser, Thermo scientific) aufgezogen sowie über Nacht bei 37 °C oder mindestens 40 Minuten bei maximal 68 °C im Ofen (tissue drying oven TDO 66, Medite®) getrocknet. Es schloss sich das Entparaffinieren und Rehydrieren in einer absteigenden Alkoholreihe an. Die Schnitte wurden 6 Minuten mit Hämatoxylin gefärbt, anschließend 10 Sekunden mit Eisessigwasser und 10 Sekunden mit Aqua destillata versetzt und mit Leitungswasser 6 Minuten gespült. Es folgte die Gegenfärbung mit Eosinalkohol für circa eine Minute und das Spülen in einer aufsteigenden Alkoholreihe. Zuletzt wurden die Präparate eingedeckt. 2.2.4.3 Immunhistochemische Färbung Mit der Immunhistochemie (IHC) wurden die epidermalen Differenzierungsproteine Involucrin, Loricrin und Filaggrin nachgewiesen. Das Prinzip der IHC basiert auf AntigenAntikörper-Reaktionen zur Darstellung bestimmter Gewebssubstanzen. Hier wurde die „avidin-biotin complex“ (ABC)-Methode benutzt: Der Primärantikörper (monooder polyklonal) bindet an das gesuchte Antigen, gegen das er spezifisch gerichtet ist (in diesem Fall die CE-Proteine Filaggrin, Loricrin und Involucrin). Der Sekundäroder Brückenantikörper bindet an den Primärantikörper und ist selbst an das Vitamin Biotin gekoppelt (biotinyliert). Dieses besitzt eine hohe Affinität zum Glykoprotein Avidin und kann so an dessen freien Stellen im Peroxidase-konjugierten Avidin-Biotin-Komplex binden. Ein Chromogen fungiert dann als Substrat für das Enzym Peroxidase und es präzipitiert ein farbiges Endprodukt an der Lokalisation des Antigens (siehe Abbildung 3). Damit die schon im Gewebe vorhandene Peroxidase-Aktivität keine Anfärbung verursacht, wird die endogene Peroxidase blockiert. Damit außerdem durch unspezifische Anlagerung des Primärantikörpers an geladenes Kollagen und sonstiges Bindegewebe keine unspezifische Hintergrundfärbung entsteht, wird der nicht-spezifische Hintergrund durch Normalserum 19 blockiert. Dieses entspringt derselben Tierart wie der Sekundärantikörper, was wiederum dessen Bindung an Komponenten des Normalserums verhindert (Bourne 1983). Abbildung 3: „avidin-biotin complex“ (ABC)-Methode zur immunhistochemischen Färbung (mit freundlicher Genehmigung des Agilent Technologies, Inc. Verlags modifiziert aus: Boenisch 2001) Das IHC-Färbeprotokoll wurde wie folgt durchgeführt: Die Vorbereitungsschritte bis zur Färbung entsprachen denen der HE-Färbung. Danach wurde durch Inkubation in 3%igem Wasserstoffperoxid für 5 Minuten die endogene Peroxidase blockiert und danach mit Aqua destillta gespült. Um die durch die Fixation denaturierte Antigene zu demaskieren, wurden die Schnitte 25 Minuten in 10 mM Citratpuffer, pH 6,0 bei circa 90 °C im Dampfgarer (Multiquick Food Steamer FS 20, Braun) gekocht. Anschließend kühlten die Schnitte für 45 Minuten im Puffer ab, wurden kurz in Aqua destillata gespült und für 5 Minuten in „Tris(hydroxymethyl)aminomethan (Tris)-buffered saline“ (TBS)-Puffer, pH 7,6 gestellt. Zur Blockade des nicht-spezifischen Hintergrundes erfolgte die Vorinkubation mit Kaninchenbeziehungsweise Schweinnormalserum für 30 Minuten und im Anschluss die Entfernung des überschüssigen Serums. Als nächstes wurde die Inkubation mit dem Primärantikörper (Mausantikörper gegen menschliches Involucrin beziehungsweise Kaninchenantikörper gegen murines Loricrin und Filaggrin) für 30 Minuten durchgeführt und dreimalig für je 5 Minuten in TBS-Puffer gespült. Es folgte die Inkubation mit dem Sekundärantikörper (biotinylierte Kaninchengegen Mausbeziehungsweise Schweingegen Kaninchenimmunglobuline) für 30 Minuten und erneut das Spülen in TBS-Puffer. Daraufhin wurde für 30 Minuten die Inkubation mit dem Peroxidase-konjugierten (Strept-)AvidinBiotin-Komplex durchgeführt und wiederholt in TBS-Puffer gespült. Danach erfolgte die Inkubation mit circa 100 µl Chromogen-Lösung für 5 - 15 Minuten und das anschließende Peroxidase-konjugierter AvidinBiotin-Komplex Biotinylierter Sekundärantikörper Primärantikörper Gewebsantigen 26 3. Ergebnisse Anmerkung: In den folgenden Kapiteln der Ergebnisse werden der Übersichtlichkeit halber die deskriptive Statistik in Form der Lageund Streumaße lediglich in den Grafiken dargestellt und die signifikanten Unterschiede wiederum nur im Text genannt. Eine tabellarische Übersicht befindet sich ergänzend im Anhang (siehe Tabelle 19). 3.1 Krankengeschichte Das Erkrankungsalter war in der PN-Gruppe signifikant höher als in der AE- (p = 0,006) und AP-Gruppe (p = 0,029) (siehe Abbildung 5). Abbildung 5: Erkrankungsalter (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nichtatopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) Die AP-Gruppe hatte signifikant häufiger ein allergisches Asthma als die PN-Gruppe (p = 0,005), die AE-Gruppe signifikant häufiger eine Pollenallergie als alle anderen drei Gruppen AP (p = 0,041), PN (p = 0,002) und K (p = 0,001) sowie die AP-Gruppe signifikant häufiger eine positive Familienanamnese für atopische Erkrankungen bei Verwandten ersten Grades als die PN-Gruppe (p = 0,041) (siehe Abbildung 6). Des Weiteren war die AP-Gruppe signifikant seltener gestillt worden als die AE- (p = 0,032) und die K-Gruppe (p = 0,004) (siehe Abbildung 7). 27 Abbildung 6: Allergisches Asthma, Pollenallergie und positive Familienanamnese für atopische Erkrankungen bei Verwandten ersten Grades (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) Abbildung 7: Muttermilchernährung (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) 28 Zudem zeigten die APund PN-Gruppe signifikant höhere BMI-Werte im Bereich des Übergewichts als die AE- (p = 0,005 und p = 0,003) und die K-Gruppe (p = 0,001 und p < 0,001) (siehe Abbildung 8). Abbildung 8: BMI (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) Eine topische Therapie bestand in allen drei Krankheitsgruppen AE, AP und PN signifikant häufiger verglichen mit der K-Gruppe (p = 0,003, p = 0,015 und p = 0,033). Einzig die AEGruppe wandte signifikant häufiger eine tägliche Hautpflege an verglichen mit der K-Gruppe (p = 0,011). Die Krankheitsgruppen untereinander zeigten keine signifikanten Unterschiede (siehe Abbildung 9). 29 Abbildung 9: Topische Therapie und tägliche Hautpflege Die Odds-Ratios für die epidemiologischen Parameter waren aufgrund ihrer zu großen 95%igen Konfidenzintervalle nicht aussagekräftig. Anmerkung: Die übrigen anamnestischen Parameter ohne signifikante Unterschiede zwischen den Gruppen werden im Anhang aufgeführt (Tabelle 20). 3.2 Klinik Die Patienten/-innen in den unterschiedlichen Krankheitsgruppen AE, AP und PN wiesen schwere Krankheitsbilder auf (siehe Abbildung 10), die sich auch in den weiteren Parametern widerspiegelten. Es ließen sich verglichen mit der K-Gruppe signifikant erhöhte SCORADWerte (jeweils p < 0,001), aktuelle Juckreizintensitäten (p = 0,002, p = 0,006 und p = 0,014) und DLQI-Werte (p < 0,001, p = 0,002 und p < 0,001) feststellen. Die Krankheitsgruppen untereinander zeigten keine signifikanten Unterschiede (siehe Abbildung 11). 30 Abbildung 10: Klinisches Erscheinungsbild mit „severity scoring of atopic dermatitis“ (SCORAD). A: AE (klassisches atopisches Ekzem), Knie beugeseitig, SCORAD = 53 (ausgeprägte Lichenifikation). B: AP (atopische Prurigo), Unterschenkel streckseitig, SCORAD = 49 (ausgeprägte, exkoriierte Knoten). C: PN (nicht-atopische Prurigo nodularis), Oberschenkel lateral, SCORAD = 44 (hyperpigmentierte Abheilung) Abbildung 11: Klinische Parameter zur Beurteilung der Krankheitsschwere (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen, SCORAD: „severity scoring of atopic dermatitis“, DLQI: „dermatology life quality index“) 31 Zudem ließ sich in der AE-Gruppe signifikant verstärkt eine Xerose nachweisen verglichen mit den anderen Gruppen AP (p = 0,031), PN (p = 0,045) und K (p = 0,003) (siehe Abbildung 12). Abbildung 12: Xerose (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nichtatopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) Anmerkung: Die übrigen Atopie-Stigmata ohne signifikante Unterschiede zwischen den Gruppen sind im Anhang tabellarisch zusammengefasst (Tabelle 21). 3.3 Hydratation und TEWL In allen drei Krankheitsgruppen AE, AP und PN zeigte sich eine signifikante Reduktion der Hydratation in läsionaler Haut verglichen mit der K-Gruppe (p = 0,001, p = 0,026 und p = 0,001), in der AE-Gruppe auch in nicht-läsionaler Haut (p = 0,012); die Krankheitsgruppen untereinander zeigten keine signifikanten Unterschiede (siehe Abbildung 13). Außerdem zeigte sich in allen drei Krankheitsgruppen AE, AP und PN eine signifikante Erhöhung des TEWL in läsionaler Haut verglichen mit der K-Gruppe (p = 0,001, p = 0,04 und p = 0,015); die Krankheitsgruppen untereinander zeigten keine signifikanten Unterschiede (siehe Abbildung 14). 32 Abbildung 13: Hydratation läsional und nicht-läsional (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) Abbildung 14: „transepidermal water loss“ (TEWL) läsional und nicht-läsional (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) 33 3.4 Gewebe und epidermale Differenzierungsproteine Es fanden sich eine signifikant verdickte Epidermis und ein signifikantes entzündliches Infiltrat in läsionaler Haut aller drei Krankheitsgruppen AE (jeweils p < 0,001), AP (jeweils p = 0,002) und PN (jeweils p < 0,001) verglichen mit der K-Gruppe; die Krankheitsgruppen untereinander zeigten keine signifikanten Unterschiede (siehe Abbildung 15 und 17). Abbildung 15: Epidermisdicke und Entzündungsinfiltrat läsional und nicht-läsional (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) Eine signifikante Hyperkeratose und Hypergranulose in läsionaler Haut bestanden in allen drei Krankheitsgruppen AE (jeweils p < 0,001), AP (jeweils p = 0,001) und PN (jeweils p < 0,001) verglichen mit der K-Gruppe; in der AE-Gruppe war zusätzlich die Hyperkeratose in nicht-läsionaler Haut signifikant stärker ausgeprägt als in der K- (p = 0,041) und den PrurigoGruppen AP (p = 0,001) und PN (p < 0,001) (siehe Abbildung 16 und 17). 34 Abbildung 16: Hyperkeratose und Hypergranulose läsional und nicht-läsional (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) Abbildung 17: Epidermisdicke, Entzündungsinfiltrat, Hyperkeratose und -granulose in läsionaler Haut (Hämatoxylin-Eosin-Färbung). A: AE (klassisches atopisches Ekzem). B: AP (atopische Prurigo). C: PN (nicht-atopische Prurigo nodularis). D: K (Kontrollen) 35 In allen drei Krankheitsgruppen fanden sich eine Reduktion von Filaggrin sowie eine deutliche Erhöhung von Loricrin und Involucrin. Filaggrin war nur in läsionaler Haut aller drei Krankheitsgruppen AE, AP und PN signifikant verringert jeweils verglichen mit der K-Gruppe (p = 0,002, p = 0,011 und p < 0,001); die Krankheitsgruppen untereinander zeigten keine signifikanten Unterschiede. Loricrin war verglichen mit der K-Gruppe signifikant erhöht in läsionaler und nicht-läsionaler Haut der AE-Gruppe (p = 0,004 und p = 0,006) sowie nur in läsionaler Haut der AP-Gruppe (p < 0,001). Zudem war nicht-läsional in der AE-Gruppe eine signifikant stärkere Erhöhung festzustellen als in der AP- (p = 0,007) und PN-Gruppe (p = 0,011). Involucrin war verglichen mit der K-Gruppe signifikant erhöht in läsionaler und nichtläsionaler Haut der AE-Gruppe (p < 0,001 und p = 0,001) sowie nur in läsionaler Haut der AP- (p < 0,001) und der PN-Gruppe (p < 0,001). Zudem war läsional in der PN-Gruppe eine signifikant stärkere Erhöhung festzustellen als in der AE-Gruppe (p = 0,03) (siehe Abbildung 18 bis 21). Abbildung 18: „cornified envelope“-Proteine Filaggrin, Loricrin und Involucrin läsional und nichtläsional (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) 42 gebräuchlichen Einteilung des SCORAD (Wollenberg et al. 2016). Auffällig waren in allen drei Krankheitsgruppen allerdings die relativ niedrigen Werte für die rein subjektiven Schweregradparameter, also die aktuelle Juckreizintensität und den DLQI. In anderen Studien war beispielsweise für die PN eine durchschnittliche Juckreizintensität von 8 mittels NRS erhoben worden, die in etwa dem Doppelten unserer gemessenen Intensität in den PrurigoGruppen entspricht (Iking et al. 2013). Auch der DLQI war in vorherigen Studien zum Beispiel für das AE mit durchschnittlich 12,5 Punkten angegeben worden, was ebenfalls fast dem Doppelten unseres gemessenen Wertes in der AE-Gruppe gleichkommt (Finlay und Khan 1994). Es ist also festzustellen, dass unser Patientenkollektiv vergleichsweise geringen Pruritus aufwies - im Schnitt mild in der AE-Gruppe und moderat in den Prurigo-Gruppen gemäß einer gängigen Einteilung der NRS im Rahmen der Juckreizbewertung (Reich et al. 2017) - und entsprechend auch eine geringe Einschränkung der Lebensqualität - im Mittel moderat in allen Krankheitsgruppen nach einer möglichen Einstufung des DLQIs (Hongbo et al. 2005). Verschiedene Erklärungsansätze kommen hierfür in Frage. Am ehesten ist von einer effektiven Therapie und zufriedenstellenden Betreuung als Ursache auszugehen. Therapiemaßnahmen einschließlich systemischer Medikamente waren kein Ausschlusskriterium für die Teilnahme an unserer Studie. Grundsätzlich ist aber eine große Bandbreite von Toleranzlevel gegenüber Juckreiz bekannt (Wollenberg et al. 2016). Der SCORAD ist ein weit verbreitetes und gut evaluiertes Scoring-System zur Einschätzung des Schweregrads beim AE (Schmitt et al. 2013, Wollenberg et al. 2016). Bei seiner Anwendung gibt es aber einige kritische Aspekte zu berücksichtigen: Er wird zwar routinemäßig in der Klinik eingesetzt, bleibt aber dennoch eine subjektive Evaluation, bei der das Ergebnis stark von dem/der Untersucher/-in abhängt. Zwar führten in unserer Studie erfahrene Ärzte/-innen die klinische Untersuchung durch, trotzdem bleibt die Möglichkeit abweichender klinischer Beurteilungen durch eine/-n andere/-n Untersucher/-in beziehungsweise durch denselben Untersucher zu einem anderen Zeitpunkt bestehen, die sogenannte „Interbeziehungsweise Intraobserver”-Variabilität (Zollner et al. 2002, Zhao et al. 2015). Des Weiteren ist der SCORAD nur eine Momentaufnahme und kein Bild von der übergreifenden Krankheitsaktivität (Weidinger et al. 2007). Zudem ist er streng genommen nur für das AE konzipiert und nicht für andere Pruritus-assoziierte Dermatosen; in der Literatur findet sich dementsprechend kein Einsatz des SCORAD bei der PN. Für die chronische Prurigo gibt es erst seit kurzem (und noch nicht zum Zeitpunkt unserer Datenerhebung) den validierten „prurigo activity score“ (PAS) zur Beurteilung des Schweregrades (Pölking et al. 2018). Dieser wäre für die Prurigo-Gruppen zwar geeigneter 43 gewesen, doch hätte sich dann die Frage der Vergleichbarkeit der beiden Scores zwischen den verschiedenen Gruppen gestellt und zusätzlich das Problem, welcher Score für die AP-Gruppe am passendsten gewesen wäre. Für die AP findet sich in der Literatur die vergleichbare Anwendung eines ähnlichen, klassischen Schweregrad-Scores für das AE, den „eczema area and severity index“ (EASI) (Napolitano et al. 2020). Trotzdem bleibt fraglich, ob die Anwendbarkeit des SCORAD so einfach auf die PN übertragbar ist, wie von uns impliziert. Die NRS ist eine validierte Methode zur Beurteilung der Juckreizintensität (Phan et al. 2012, Reich et al. 2017). Der DLQI ist ein weltweit vielfach genutztes, kurzes und einfaches Instrumentarium, um die Auswirkung einer Hauterkrankung auf die Lebensqualität einzuschätzen (Hongbo et al. 2005). Trotzdem gibt es Kritikpunkte am DLQI wie zum Beispiel seinen eindimensionalen Charakter, der sich an der Unterrepräsentation der emotionalen Komponente der Lebensqualität zeigt. Möglicherweise hat dieses Defizit zu den niedrigen DLQI-Werte in unserer Studie beigetragen (Basra et al. 2008). Die Xerose ist ein bekanntes Atopie-Stigma (Ring 2012). Sie war nicht nur in der AE-Gruppe im Gegensatz zu allen anderen drei Gruppen signifikant vermehrt vorhanden, sondern ließ sich in der AE-Gruppe ferner anhand der gemessenen Hydratation des SC verifizieren, die hier auch in nicht-läsionaler Haut signifikant erniedrigt war (siehe Kapitel 4.3). Das war in den anderen Gruppen nicht der Fall und zeugt von einer besonders ausgeprägten Barrierestörung beim klassischen AE (siehe Kapitel 4.8). Das Vorhandensein von Xerose ist auch bei der PN beschrieben (Akarsu et al. 2018). Die hautgesunden Kontrollen wiesen ebenfalls eine geringfügige Xerose auf. Bei der Beurteilung der Xerose sind unterdessen saisonale Unterschiede zu beachten: So ist im Winter, als unsere Studie durchgeführt wurde, aufgrund der trockenen Luftverhältnisse die Haut an sich schon trockener als im Sommer (Rogers et al. 1996, Fluhr et al. 2008). 4.3 Hydratation und TEWL Alle drei Krankheitsgruppen zeigten verglichen mit den hautgesunden Kontrollen eine deutliche Störung der Barrierefunktion gemessen an der Hydratation des SC und dem TEWL. Dieser gestörte epidermale Wasserhaushalt wird durch unsere Befunde des reduzierten Filaggrins und damit auch der verminderten NMFs sowie durch die verminderten interzellulären Lipidlamellen untermauert (siehe Kapitel 4.4 und 4.5). Entsprechend anderer Publikationen ließ sich diese Barrierefunktionsstörung für die AE-Gruppe auch in nichtläsionaler Haut signifikant feststellen (Jensen et al. 2004). Das traf zumindest für die Hydratation zu. Für den TEWL, für den beim AE eine Erhöhung auch in nicht-läsionaler Haut beschrieben worden ist, konnten wir - wie allerdings auch andere Autoren - das nicht 44 signifikant zeigen (Jensen et al. 2004, Voegeli et al. 2009). Die nicht-läsionale Haut der Prurigo-Gruppen wies in unserer Untersuchung keine signifikante Barrierefunktionsstörung auf. In der Literatur findet sich für die PN bisher keine Studie zur Hydratation des SC und nur eine Studie zum TEWL, bei der durchschnittliche Werte von 18 ± 5,4 g/hm2 in den Läsionen beschrieben worden sind (Ardigo et al. 2020). Auffallend war, dass verglichen mit vorherigen Studien wie Jensen et al. 2004 insgesamt in allen Gruppen eher niedrige Hydratations-Werte gemessen wurden: So zeigten auch die hautgesunden Kontrollen niedrig-normale Werte - passend zur oben erwähnten Xerose. Dies lässt möglicherweise auf allgemein trockene Umgebungsbedingungen schließen. Sowohl das verwendete Corneometer® als auch Tewameter® sind etablierte und anerkannte Messinstrumente zur Beurteilung der Permeabilitätsbarrierefunktion (Fluhr et al. 2006, Clarys et al. 2012). Allerdings ist zu bedenken, dass diese die Barrierefunktion damit lediglich zum Teil widerspiegeln, da sich die Hydratation des SC und der TEWL nur auf die „inside-out“- Barriere beziehen. Außerdem gibt es einige mögliche exogene und endogene Einflussfaktoren, die die Messergebnisse verfälschen können. Zu den exogenen gehört unter anderem die Jahreszeit (Kleesz et al. 2012): So führt beispielsweise eine geringe Luftfeuchtigkeit wie in den kalten Monaten bei gesunder Haut adaptiv zu einer Reduktion des TEWL (Goad und Gawkrodger 2016, Cau et al. 2017). Weitere exogene Faktoren wie die Temperatur, relative Luftfeuchtigkeit und Lichtverhältnisse im Raum (abhängig von der Tageszeit) wurden in unserer Studie weitestgehend angepasst (siehe Kapitel 2.2.3), auch wenn die nötige Klimatisierung des Untersuchungsraums leider nicht umsetzbar war. Ebenfalls nicht auszuschließen sind Messverfälschungen durch topisch applizierte Dermatotherapeutika, zu denen „einfache“ Emollentien, aber auch topische Medikamente wie Glukokortikoide gehören. Sie können eine verbesserte Hautbarriere fingieren (Proksch et al. 2008). Trotz vorheriger Hinweise auf den kurzzeitigen Verzicht jeglicher Externa ergab sich teilweise der Verdacht der Applikation in der TEM-Analyse (siehe Kapitel 2.2.5.2). Zudem kann eine langfristige Anwendung von Glukokortikoiden die Barrierefunktion negativ beeinflussen (Sheu et al. 1997). Zu den endogenen Einflussfaktoren zählen das Geschlecht und Alter der Probanden/-innen sowie die Messlokalisation, da die Epidermis durch die unterschiedliche Größe der Korneozyten und Anzahl an Zellschichten je nach Körperareal verschieden dick ist und so Unterschiede in der Permeabilitätsbarrierefunktion aufweist (Kleesz et al. 2012). In unserer Studie konnten diese Parameter als relevante Störfaktoren ausgeschlossen werden (siehe Kapitel 2.4). 45 4.4 Gewebe und epidermale Differenzierungsproteine Die stark verdickte Epidermis und das deutliche entzündliche Infiltrat in der läsionalen Haut aller drei Krankheitsgruppen entsprechen der natürlichen Beschaffenheit von chronischentzündlichen Hauterkrankungen und wurden beim AE und bei der PN bereits beschrieben (Zollner et al. 2002, Weigelt et al. 2010). Auch die erhebliche Hyperkeratose und Hypergranulose in den drei Krankheitsgruppen sind bekannte histologische Befunde beim AE und bei der PN (Zollner et al. 2002, Weigelt et al. 2010). Dass in der AE-Gruppe auch die nicht-läsionale Haut eine signifikante Hyperkeratose im Vergleich zu den anderen Gruppen aufzeigte, weist ebenfalls auf eine besonders ausgeprägte Barrierestörung beim klassischen AE hin (siehe Kapitel 4.8). Die hautgesunden Kontrollen boten auch eine leichtgradige Hyperkeratose. Beides lässt sich gut mit der erniedrigten Hydratation des SC vereinbaren: In trockener Haut wie im Winter kommt es als Folge einer verminderten Protease-Aktivität zu einer verzögerten Desquamation und damit zu einer Retentionshyperkeratose (Fluhr et al. 2008, Rawlings und Voegeli 2013, Cau et al. 2017). Weiterhin zeigten alle drei Krankheitsgruppen verglichen mit den hautgesunden Kontrollen eine deutliche Störung der Barrierestruktur gemessen an den epidermalen Differenzierungsproteinen, und zwar eine Reduktion von Filaggrin und eine Erhöhung von Loricrin und Involucrin. Die Filaggrin-Verminderung war nur in läsionaler Haut signifikant nachweisbar; eine signifikante Reduktion auch in nicht-läsionaler Haut - wie aus vorherigen Studien für das AE bekannt (Seguchi et al. 1996, Jensen et al. 2004) - konnten wir in unserer Studie nicht nachweisen. Bisher gibt es keine Studien zu Filaggrin bei der PN. Loricrin und Involucrin hingegen waren in der AE-Gruppe auch nicht-läsional signifikant erhöht - Loricrin sogar nicht nur im Vergleich zur Kontrollgruppe, sondern auch im Vergleich zu den Prurigo-Gruppen, was die besonders ausgeprägte Barrierestörung beim klassischen AE unterstreicht (siehe Kapitel 4.8). Die Erhöhung nicht nur von Loricrin, sondern vor allem auch von Involucrin in allen drei Krankheitsgruppen ist pathophysiologisch unklar. Sie könnte kompensatorisch aus der verminderten FLG-Expression resultieren, ähnlich den Studien zu Loricrin-KnockoutMäusen, die kompensatorisch eine erhöhte Expression von SPRs und Repetin und eine kaum beeinträchtigte Barriere aufzeigten; allerdings zeigten sich nicht beim Fehlen jedweder CEProteine automatisch Anstiege anderer CE-Proteine (Dijan et al. 2000, Koch et al. 2000, Jarnik et al. 2002, Aho et al. 2004, Sevilla et al. 2007). Wie kompliziert dieses System der Differenzierung ist, zeigen auch unsere Befunde bei den hautgesunden Kontrollen, die 46 erhöhtes Involucrin bei minimal erniedrigtem Loricrin aufwiesen, was wiederum einen Kompensationsmechanismus zwischen diesen beiden CE-Proteinen nahelegt. Auch in der Literatur sind zum AE sowohl für Loricrin als auch für Involucrin gegenteilige Befunde zu finden (Juhlin et al. 1992, Seguchi et al. 1996, Jensen et al. 2004, Sugiura et al. 2005, Kim et al. 2008, Guttmann-Yassky et al. 2009, Jarzab et al. 2010). Für die PN gibt es bisher keine Studien zu Involucrin und lediglich eine mit dem Hinweis von fehlendem Loricrin (Juhlin et al. 1992). Kürzlich ist jedoch bei der PN eine abnormale Keratin-Expression bei gleichzeitiger Hyperproliferation der Keratinozyten als eine mögliche Erklärung für die epidermale Hyperplasie nachgewiesen worden - hier war das erste Mal von einer veränderten epidermalen Barriere bei der PN die Rede (Yang et al. 2021). Für gesunde Haut ist in vorherigen Studien kein verändertes Vorkommen jeglicher CE-Proteine beschrieben (Jensen et al. 2004, Kim et al. 2008, Guttmann-Yassky et al. 2009). Allerdings wurden in rekonstruierter menschlicher Epidermis unter trockenen Umweltbedingungen ähnliche Veränderungen wie bei unseren hautgesunden Kontrollen, nämlich ein erhöhter Gehalt an Involucrin und ein verringerter an Loricrin, festgestellt (Cau et al. 2017). Es ist somit anzunehmen, dass diese beiden epidermalen Differenzierungsproteine unter Umständen im Rahmen von bestimmten Defizienzen im CE-Konstrukt oder auch durch äußere Einflüsse sehr variabel vorhandene CE-Bausteine sind. Allerdings reichen derartige Kompensationsversuche bei diesen komplexen Krankheitsbildern aufgrund der vielen anderen Einflussfaktoren (siehe Kapitel 1.2.2 und 1.3) nicht aus, um die Barriere zu reparieren wie aus unserer und einer vorherigen Studie ersichtlich (Jarzab et al. 2010). Die fehlende signifikante Erhöhung von Loricrin in der PN-Gruppe in läsionaler Haut verglichen mit den hautgesunden Kontrollen könnte auf den geringen Stichprobenumfang zurückgeführt werden. Die signifikant stärkere Erhöhung von Involucrin läsional in der PNverglichen mit der AE-Gruppe ist nicht erklärbar. Das angewandte immunhistochemische Färbeverfahren ist eine gängige Methode zur Darstellung der epidermalen Differenzierungsproteine (Jensen et al. 2004, Kim et al. 2008). Verschiedene Faktoren können auf den Filaggrin-Gehalt Einfluss nehmen: Der FilaggrinAbbau zu NMFs ist unter anderem abhängig von der Hydratation des SC und folglich von der Luftfeuchtigkeit: Bei niedriger Luftfeuchtigkeit nimmt die Hydratation des SC ab und der Filaggrin-Abbau wird daraufhin regulatorisch erhöht (Fluhr et al. 2008, Cau et al. 2017). Dieser Umstand kommt unter anderem abhängig von der Jahreszeit zum Tragen (siehe Kapitel 4.2 und 4.3). Weiterhin können langfristig topisch applizierte Glukokortikoide den Filaggrin-Gehalt reduzieren (Sheu et al. 1991). 47 4.5 Lipidlamellen und Korneodesmosomen Die nICLL waren der stärkste Marker der epidermalen Barriere, die sowohl läsional als auch nicht-läsional in allen drei Krankheitsgruppen deutlich reduziert vorlagen. Hierbei war die AE-Gruppe mit erheblich erniedrigten durchschnittlichen nICLL-Werten am stärksten betroffen, was wiederum die besonders ausgeprägte Barrierestörung beim klassischen AE verdeutlicht (siehe Kapitel 4.8). Die gestörte interzelluläre Lipidarchitektur im SC in Form von verminderten ICLL ist für das AE bereits bekannt (Guttmann-Yassky et al. 2009, Dähnhardt-Pfeiffer et al. 2012), für die PN aber bisher noch nicht beschrieben. Die Lipbarvis®-Technologie (nicht-invasive SC-Probenentnahme und morphometrische Analyse) ist ein geeignetes Verfahren zur direkten Darstellung der interzellulären lamellären Lipidorganisation des SC und damit der Hautbarriereintegrität (Dähnhardt-Pfeiffer et al. 2012, Dähnhardt et al. 2018). Als Störfaktor für die Untersuchung der ICLL ist auch hier die Jahreszeit anzusehen, da im Winter per se schon ein verringerter Lipidgehalt vorliegt (Rogers et al. 1996), wobei auch hierbei Anpassungsvorgänge möglich sind (Cau et al. 2017). Ein verminderter Lipidgehalt kann auch durch kurzoder langfristig topisch aufgetragene Glukokortikoide (siehe Kapitel 4.3) oder durch Stress über eine gesteigerte endogene Glukokortikoid-Produktion entstehen (Sheu et al. 1997, Kao et al. 2003, Choi et al. 2005). Bei den Probanden/-innen wurden zwar je nach Vorhandensein geeigneter Hautläsionen unterschiedliche Körperstellen für die Hautabrisse ausgewählt, doch ist diese Tatsache als Einflussfaktor zu vernachlässigen, da die Messung der nICLL nicht von der gewählten anatomischen Lokalisation beeinflusst wird (Dähnhardt et al. 2012). Unser Nebenbefund der verlängerten und strukturell verdichteten Korneodesmosomen in den Läsionen der APund PN-Gruppe erinnert an Studienergebnisse von veränderten Korneodesmosomen beim AE beziehungsweise bei AE-ähnlichen Hautbarriereschäden und kann als Zeichen der gestörten terminalen Differenzierung gesehen werden: In läsionaler, akut ekzematöser Haut des AE wird vorwiegend von einer gesteigerten Protease-Aktivität ausgegangen, die zu einem beschleunigten Abbau der Korneodesmosomen und damit zur vorzeitigen Desquamation und verminderten Kompaktheit des SC führt (siehe Kapitel 1.2.2.1) (Elias et al. 2008, Guttmann-Yassky et al. 2009, Voegeli et al. 2009, Rawlings und Voegeli 2013, Kezic et al. 2014). Allerdings konnte auch gezeigt werden, dass beim AE zwar eine gesteigerte Expression der Proteasen vorliegt, diese aber durch eine gestörte Sekretion sowie eine ebenfalls gesteigerte Expression der Protease-Inhibitoren insuffizient aktiviert werden. Ein solches Ungleichgewicht in den Interaktionen zwischen Proteasen und ProteaseInhibitoren kann im Rahmen einer gestörten epidermalen Barriere zur verzögerten 48 Degradation von Korneodesmosomen-Bestandteilen wie Korneodesmosin führen. Die Korneodesmosomen erscheinen in bestimmten CE-Protein-Knockout-Mäusen, die teilweise dem AE ähneln, folglich desorganisiert und auch beim AE bis in die obersten Zellschichten des SC, welches dichter und hyperkeratotisch ist. Dies könnte ein kompensatorischer Mechanismus zur Verhinderung einer weiteren Barrieredysfunktion beim AE sein (Sevilla et al. 2007, Igawa et al. 2017). Unsere Beobachtung der veränderten Korneodesmosomen explizit bei der AP - gegenüber dem klassischen AE - sowie bei der nicht-atopischen PN ist neu und pathophysiologisch noch unklar. Denkbar wären ein verminderter Abbau der Korneodesmosomen aufgrund von veränderten Enzymaktivitäten der regulierenden Proteasen und Protease-Inhibitoren ähnlich wie beim AE oben beschrieben - womöglich auf dem Boden von pH-Wert-Veränderungen oder Genmutationen. Außerdem möglich wären eine erhöhte Expression, ein vermehrter Transport und/oder eine gesteigerte Sekretion der Korneodesmosomen-Bestandteile aus den Lamellarkörperchen (Ishida-Yamamoto und Kishibe 2011). In unserer Studie waren keine Messungen von Enzymaktivitäten, des pH-Wertes der Haut sowie weiterer Proteine oder anderer Genmutationen vorgesehen und sind auch bislang nicht explizit bei der AP durchgeführt worden. Dies sollte allerdings bei folgenden Untersuchungen berücksichtig werden. In der Folge ergibt sich aus den veränderten Korneodesmosomen in den Prurigo-Gruppen eine verstärkte Korneozyten-Kohäsion, die möglicherweise die Knotenbildung induziert, und eine verminderte Desquamation, die zur Hyperkeratose führt. In unserer Studie konnten wir besagte Hyperkeratose in den Läsionen der Prurigo-Gruppen zwar nachweisen, sie fand sich jedoch ebenso ausgeprägt in denen der AE-Gruppe. Dieses histologische Merkmal ist somit nicht mit den veränderten Korneodesmosomen in den Prurigo-Gruppen in unmittelbaren Zusammenhang zu bringen. Nichtsdestotrotz erbringt jener Nebenbefund einen neuen Erklärungsansatz für die Entstehung der Knoten bei der AP und nicht-atopischen PN und könnte insofern einen Ausgangspunkt für weitere Studien darstellen. 4.6 FLG-Mutationen Aufgrund der fehlenden signifikanten Unterschiede zwischen den Krankheitsgruppen kann die FLG-Mutation nicht als Unterscheidungsmerkmal zwischen den Gruppen herangezogen werden. Allerdings spiegeln die geringe Anzahl an FLG-Mutationsträgern/-innen in der AEGruppe sowie deren Vorkommen in der Kontrollgruppe die eingangs erwähnte Tatsache wider, dass viele AE-Patienten/-innen gar keine FLG-Mutation haben und auch Gesunde die Mutation tragen, ohne ein AE zu entwickeln (Weidinger und Novak 2016). Die Prozentzahlen 49 in der AEund der K-Gruppe decken sich in etwa mit den in vorherigen Studien ermittelten durchschnittlichen Häufigkeiten für Träger/-innen einer FLG-Mutation beim AE und Gesunden (Morar et al. 2007, Proksch et al. 2008). Das Fehlen von homozygoten Trägern/- innen stimmt ebenso mit einer früheren Studie überein (Weidinger et al. 2007). Das Nichtvorhandensein der anderen häufigen FLG-Mutation R501X in unserer Studienpopulation ist allerdings nicht erklärbar. Für die PN sind keine Studien zum FLGMutations-Trägerstatus bekannt. Der Umstand, dass unsere Probanden/-innen trotz überwiegend fehlender FLG-Mutation einen Filaggrin-Mangel in läsionaler Haut zeigten, unterstreicht das Vorhandensein weiterer Faktoren, die einen reduzierten Filaggrin-Gehalt verursachen (Weidinger und Novak 2016). Das liegt vor allem an der Th2-Prädominanz, die über ihr Zytokin-Milieu in der Haut die FLG-Expression reduziert (siehe Kapitel 1.2.2.1). Das angewandte TaqMan® Verfahren ist eine gängige Methode zur Genotypisierung der FLG-Mutationen (Marenholz et al. 2006, Palmer et al. 2006, Ruether et al. 2006, Barker et al. 2007, Morar et al. 2007, Sandilands et al. 2007, Brown et al. 2008). 4.7 Korrelationen Die negative Korrelation zwischen den ICLL und dem TEWL in läsionaler Haut der APGruppe könnte darauf hinweisen, dass in dieser Gruppe hauptsächlich die reduzierten Lipidschichten des SC für den erhöhten TEWL verantwortlich sind, in der AEund PNGruppe dieser hingegen vermehrt durch die anderen Komponenten des epidermalen Wasserhaushalts wie den NMFs (siehe Kapitel 1.1) zustande kommt. Um diese Folgerung zu bestätigen, wären jedoch umfangreichere Untersuchungen erforderlich. 4.8 Klinische Implikationen Aus dem Befund der erhöhten BMI-Werte bei den Prurigo-Gruppen könnte man für die Praxis herleiten, diese Patienten/-innen auf die Assoziation hinzuweisen und entsprechend zu schulen. Es gehört auch dazu, bei Patienten/-innen mit PN die Grundbeziehungsweise Begleiterkrankung zu behandeln und - unter oben gemachter Annahme der eingeschränkten Lebensqualität (siehe Kapitel 4.1) - besonders die psychosoziale Situation zu berücksichtigen und möglichst zu verbessern (Ständer et al. 2022). Hierzu eignen sich beispielsweise Entspannungsverfahren, Selbsthilfegruppen oder Verhaltenstherapie, welche Psychoedukation, das Erlernen von Selbstbeobachtung und Selbstkontrolltechniken sowie kognitive Umstrukturierung umfassen (Zollner et al. 2002, Ring 2012, Weisshaar et al. 2019). Die Effektivität standardisierter Schulungsprogramme bei der PN ähnlich den NeurodermitisSchulungen ist bisher noch wenig erforscht (Ständer et al. 2022). Aus der bei allen drei Krankheitsbildern gestörten Barrierestruktur und -funktion ergibt sich, 50 dass auch Patienten/ -innen mit PN regelmäßigen Hautpflegemaßnahmen zugeführt werden sollten. Bislang wurde in diesem Zusammenhang lediglich darauf verwiesen, dass Juckreiz durch trockene Haut im Sinne eines allgemeinen Barriereschadens ausgelöst beziehungsweise verstärkt wird und im Umkehrschluss Hautpflege dieser Tatsache vorbeugt (siehe Kapitel 1.3 und 1.4). Nun ist eine Barrierestörung jedoch auch bei der PN tatsächlich nachgewiesen, sodass auf der Grundlage eben dieses pathologischen Korrelats eine Barrierereparatur dringend indiziert ist. Bisher wird diese therapeutische Maßnahme bei der nicht-atopischen PN zwar leitliniengemäß empfohlen (Weisshaar et al. 2019, Ständer et al. 2022), findet sich jedoch selten als fest etablierter Bestandteil der Therapie in der dermatologischen Lehre und ist dementsprechend bei den Patienten/-innen nicht regelhaft Teil des Therapiekonzeptes, was sich auch in unserer Stichprobe offenbarte (siehe Kapitel 4.1). Bei der AP scheinen - den inversen Zusammenhang zwischen den ICLL und dem TEWL zugrunde legend - im Rahmen der Basistherapie besonders fetthaltige Externa wie Salben, also Wasser-in-Öl-Emulsionen, zur Wiederherstellung einer funktionierenden Hautbarriere sinnvoll. Hier könnten zum Beispiel physiologische Lipide, besonders bestimmte Ceramide, zusammen mit Dexpanthenol, welches zur verbesserten Struktur der ICLL beiträgt, zum Einsatz kommen (Proksch 2008). Die Anwendung setzt gleichwohl die Toleranz durch die Patienten/-innen voraus und sollte negative Okklusionseffekte vermeiden. Dennoch ist zur Rehydratation des SC weiterhin auch der Einsatz von wasserbindenden Zusätzen wie Glyzerin, Harnstoff oder Milchsäure als Ersatz der NMFs zu empfehlen, da sich Kombinationspräparate in Studien effektiver zeigten (Proksch 2008, Weidinger und Novak 2016). Für alle klinischen Folgerungen wären zur Bestätigung jedoch Interventionsstudien nötig. 4.9 Schlussfolgerungen Aus dieser vergleichenden Studie ergibt sich, dass sich die drei untersuchten Pruritusassoziierten Dermatosen, so das klassische AE, die AP und die nicht-atopische PN, kaum signifikant voneinander unterscheiden. Sie ähneln sich größtenteils hinsichtlich Aspekten der Krankengeschichte, des klinischen Ausprägungsgrades, der gestörten epidermalen Barrierestruktur und daraus resultierenden gestörten Barrierefunktion. Wir konnten somit keine der beim AE gut untersuchten Parameter ausmachen, die eine weitere Differenzierung der atopischen sowie der Prurigo-Gruppen erlauben - im Gegenteil: Ein gemeinsames aussagekräftiges Merkmal aller drei Krankheitsbilder scheinen vor allem die verminderten Lipidlamellen im SC als Zeichen des Barrieredefekts darzustellen. Die wichtigste therapeutische Konsequenz aus der Ähnlichkeit hinsichtlich der gestörten Barriere ist, dass 51 auch bei der nicht-atopischen PN eine konsequente Basistherapie in Form von regelmäßigen und intensiven Hautpflegemaßnahmen sinnvoll erscheint und in der Therapie fest etabliert werden sollte. Hervorzuheben unter den drei Krankheitsgruppen ist dennoch das klassische AE, das die Hautbarrierestörung zum Teil auch in nicht-läsionaler Haut deutlich ausgeprägt erkennen ließ und dazu passend auch die Xerose als klinisches Zeichen. Dies deutet auf eine die gesamte Haut umfassende Beeinträchtigung der Barriere beim klassischen AE hin, wie sie beim AE bereits beschrieben worden ist (Jensen et al. 2004). Die Prurigo-Gruppen wiesen die Barrierestörung dagegen größtenteils auf die Läsionen begrenzt auf. Einzelne unserer Ergebnisse wie die auffällig erhöhten BMI-Werte in den Prurigo-Gruppen oder das stark vermehrte Vorhandensein der epidermalen Differenzierungsproteine Loricrin und Involucrin in allen Gruppen stellen interessante, teilweise bisher nicht beschriebene und genauer zu erforschende Befunde dar. Ebenso sollten in weiteren Studien die morphologisch veränderten Korneodesmosomen in den Prurigo-Gruppen fokussiert werden, die neben neuen pathogenetischen Erkenntnissen zukünftig womöglich auch therapeutische Maßnahmen nach sich ziehen könnten. Abschließend ist der kleine Stichprobenumfang und die damit geringe Power dieser Studie als hauptsächlich limitierend anzuführen. Man muss ferner explizit darauf hinweisen, dass es sich hier um eine explorative Studie mit in diesem Zusammenhang möglicherweise auch zufälligen Befunden handelt. Zur Bestätigung unserer Ergebnisse wären weitere gezielte, konfirmatorische Studien mit größerer Fallzahl notwendig. 5. Zusammenfassung Das atopische Ekzem ist eine der häufigsten chronisch-entzündlichen Hautkrankheiten, die typischerweise in der frühen Kindheit beginnt und oftmals ausheilt, jedoch auch im Erwachsenenalter rezidivierend, persistierend oder erstmalig auftreten kann. Die charakteristischen klinischen Merkmale sind starker Juckreiz und variierende ekzematöse Hautläsionen, meist begleitet von extrem trockener Haut. Das pathophysiologische Konzept basiert auf drei Hauptsäulen, dem epidermalen Barrieredefekt, der immunologischen Dysfunktion sowie dem gestörten Hautmikrobiom, die untereinander komplexe Interaktionen aufweisen. Ein veränderter Proteingehalt wie vornehmlich eine Reduktion des „cornified envelope“-Proteins Filaggrin sowie eine gestörte Lipidzusammensetzung im Stratum corneum bedingen eine Störung im Wasserhaushalt der Haut. Genvarianten wie 58 Ishida-Yamamoto, A., Kishibe, M. (2011): Involvement of corneodesmosome degradation and lamellar granule transportation in the desquamation process. Med. Mol. Morphol., 44, 1-6 Iwai, I., Han, H., den Hollander, L., Svensson, S., Öfverstedt, L.-G., Anwar, J., Brewer, J., Bloksgaard, M., Laloeuf, A., Nosek, D., Masich, S., Bagatolli, L. A., Skoglund, U., Norlén, L. (2012): The human skin barrier is organized as stacked bilayers of fully extended ceramides with cholesterol molecules associated with the ceramide sphingoid moiety. J. Invest. Dermatol., 132, 2215-25 Jakasa, I., Koster, E. S., Calkoen, F., McLean, W. H. I., Campbell, L. E., Bos, J. D., Verberk, M. M., Kezic, S. (2011): Skin barrier function in healthy subjects and patients with atopic dermatitis in relation to filaggrin loss-of-function mutations. J. Invest. Dermatol., 131, 540-2 Janssens, M., van Smeden, S., Gooris, G. S., Bras, W., Portale, G., Caspers, P. J., Vreeken, R. J., Kezic, S., Lavrijsen, A. P. M., Bouwstra, J. A. (2011): Lamellar lipid organization and ceramide composition in the stratum corneum of patients with atopic eczema. J. Invest. Dermatol., 131, 2136-8 Jarnik, M., de Viragh, P. A., Schärer, E., Bundman, D., Simon, M. N., Roop, D. R., Steven, A. C. (2002): Quasi-normal cornified cell envelopes in loricrin knockout mice imply the existence of a loricrin backup system. J. Invest. Dermatol., 118, 102-9 Jarzab, J., Filipowska, B., Zebracka, J., Kowalska, M., Bozek, A., Rachowska, R., Gubala, E., Grzanka, A., Hadas, E., Jarzab, B. (2010): Locus 1q21 gene expression changes in atopic dermatitis skin lesions: deregulation of small proline-rich region 1A. Int. Arch. Allergy Immunol., 151, 28-37 Jensen, J.-M., Fölster-Holst, R., Baranowsky, A., Schunck, M., Winoto-Morbach, S., Neumann, C., Schütze, S., Proksch, E. (2004): Impaired sphingomyelinase activity and epidermal differentiation in atopic dermatitis. J. Invest. Dermatol., 122, 1423-31 Johansson, O., Liang, Y., Emtestam, L. (2002): Increased nerve growth factorand tyrosine kinase Alike immunoreactivities in prurigo nodularis skin - an exploration oft he cause of neurohyperplasia. Arch. Dermatol., Res., 293, 614-9 Johansson, O., Liang, Y., Heilborn, J. D., Marcusson, J. A. (1998): Langerhans cells in prurigo nodularis investigated by HLA-DR and S-100 immunofluorescence double staining. J. Dermatol. Sci., 17, 24-32 Jorizzo, J. L., Gatti, S., Smith, E. B. (1981): Prurigo: A clinical review. J. Am. Acad. Dermatol., 4, 723-8 Juhlin, L., Magnoldo, T., Darmon, M. (1992): Expression of loricrin in skin disorders. Acta Derm. Venereol., 72, 407-9 Kao, J. S., Fluhr, J. W., Man, M.-Q., Fowler, A. J., Hachem, J.-P., Crumrine, D., Ahn, S. K., Brown, B. E., Elias, P. M., Feingold, K. R. (2003): Short-term glucocorticoid treatment compromises both permeability barrier homeostasis and stratum corneum integrity: inhibition of epidermal lipid synthesis accounts for functional abnormalities. J. Invest. Dermatol., 120, 456-64 59 Kezic, S., Novak, N., Jakasa, I., Jungersted, J. M., Simon, M., Brandner, J. M., MiddelkampHup, M. A., Weidinger, S. (2014): Skin barrier in atopic dermatitis. Front. Biosci., 19, 542-56 Kezic, S., O’Regan, G. M., Yau, N., Sandilands, A., Chen, H., Campbell, L. E., Kroboth, K., Watson, R., Rowland, M., McLean, W. H. I., Irvine, A. D. (2011): Levels of filaggrin degradation products are influenced by both filaggrin genotype and atopic dermatitis severity. Allergy, 66, 934-40 Kim, B. E., Leung, D. Y. M., Boguniewicz, M., Howell, M. D. (2008): Loricrin and involucrin expression is down-regulated by Th2 cytokines through STAT-6. Clin. Immunol., 126, 332-7 Kleesz, P., Darlenski, R., Fluhr, J. W. (2012): Full-body skin mapping for six biophysical parameters: baseline values at 16 anatomical sites in 125 human subjects. Skin Pharmacol. Physiol., 25, 25-33 Koch, P. J., de Viragh, P. A., Scharer, E., Bundman, D., Longley, M. A., Bickenbach, J., Kawachi, Y., Suga, Y., Zhou, Z., Huber, M., Hohl, D., Kartasova, T., Jarnik, M., Steven, A. C., Roop, D. R. (2000): Lessons from loricrin-deficient mice: compensatory mechanisms maintaining skin barrier function in the absence of a major cornified envelope protein. J. Cell Biol., 151, 389-400 Langan, S. M., Irvine, I. D, Weidinger S. (2020): Atopic dermatitis. Lancet, 396, 345-60 Lee, M. R., Shumack, S. (2005): Prurigo nodularis: a review. Australas. J. Dermatol., 46, 21120 Lee, S. H., Jeong, S. K., Ahn, S. K. (2006): An update of the defensive barrier function of skin. Yonsei Med. J., 47, 293-306 Liang, Y., Jacobi, H. H., Reimert, C. M., Haak-Frendscho, M., Marcusson, J. A., Johansson, O. (2000): CGRP-immunoreactive nerves in prurigo nodularis - an exploration of neurogenic inflammation. J. Cutan Pathol., 27, 359-66 Liang, Y., Marcusson, J. A., Jacobi, H. H., Haak-Frendscho, M., Johansson, O. (1998): Histamine-containing mast cells and their relationship to NGFr-immunoreactive nerves in prurigo nodularis: a reappraisal. J. Cutan. Pathol, 25, 189-98 Macheleidt, O., Kaiser, H. W., Sandhoff, K. (2002): Deficiency of epidermal protein-bound ω-hydroxyceramides in atopic dermatitis. J. Invest. Dermatol., 119, 166-73 Marenholz, I., Nickel, R., Rüschendorf, F., Schulz, F., Esparza-Gordillo, J., Kerscher, T., Grüber, C., Lau, S., Worm, M., Keil, T., Kurek, M., Zaluga, E., Wahn, U., Lee, Y.-A. (2006): Filaggrin loss-of-function mutations predispose to phenotypes involved in the atopic march. J. Allergy Clin. Immunol., 118, 866-71 Mettang, T., Vonend, A., Raap, U. (2014): Prurigo nodularis bei Dermatosen und systemischen Erkrankungen. Hautarzt, 65, 697-703 60 Mischke, M., Korge, B.P., Marenholz, I., Volz, A., Ziegler, A. (1996): Genes encoding structural proteins of epidermal cornification and S100 calcium-binding proteins form a gene complex („epidermal differentiation complex“) on human chromosome 1q21. J. Invest. Dermatol., 106, 989-92 Morar, N., Cookson, W. O. C. M., Harper, J. I., Moffatt, M. F. (2007): Filaggrin mutations in children with severe atopic dermatitis. J. Invest. Dermatol., 127, 1667-72 Napolitano, M., Fabbrocini, G., Scalvenzi, M., Nisticò, S. P., Dastoli, S., Patruno, C. (2020): Effectiveness of Dupilumab for the treatment of generalized prurigo nodularis phenotype of adult atopic dermatitis. Dermatitis, 31, 81-4 O’Regan, G. M., Sandilands, A., McLean, W. H. I., Irvine, A. D. (2009): Filaggrin in atopic dermatitis. J. Allergy Clin. Immunol., 122, 689-93 Palmer, C. N. A., Irvine, A. D., Terron-Kwiatkowski, A., Zhao, Y., Liao, H., Lee, S. P., Goudie, D. R., Sandilands, A., Campbell, L. A., Smith, F. J. D., O’Regan, G. M., Watson, R. M., Cecil, J. E., Bale, S. J., Compton, J. G., DiGiovanna, J. J., Fleckmann, P., Lewis-Jones, S., Arseculeratne, G., Sergeant, A., Munro, C. S., El Houate, B., McElreavey, K., Halkjaer, L. B., Bisgaard, H., Mukhopadhyay, S., McLean, W. H. I. (2006): Common loss-of-function variants of the epidermal barrier protein filaggrin are a major predisposing factor for atopic dermatitis. Nat. Genet., 38, 441-6 Pereira, M. P., Ständer S. (2017): Assessment of severity and burden of pruritus. Allergol. Int., 66, 3-7 Pereira, M. P., Pogatzki-Zahn, E., Snels, C., Vu, T. H., Üceyler, N., Loser, K., Sommer, C., Evers, A. W. M., van Laarhoven, A. I. M., Agelopoulos, K., Ständer, S. (2017): There is no functional small-fibre neuropathy in prurigo nodularis despite neuroanatomical alterations. Exp. Dermatol., 26, 969-71 Pereira, M. P., Steinke, S., Zeidler, C., Forner, C., Riepe, C., Augustin, M., Bobko, S., Dalgard, F., Elberling, J., Garcovich, S., Gieler, U., Gonçalo, M., Halvorsen, J. A., Leslie, T. A., Metz, M., Reich, A., Şavk, E., Schneider, G., Serra-Baldrich, E., Ständer, H. F., Streit, M., Wallengren, J., Weller, K., Wollenberg, A., Bruland, P., Soto-Rey, I., Storck, M., Dugas, M., Weisshaar, E., Szepietowski, J. C., Legat, F. J., Ständer, S.; EADV task force pruritus groupe members (2018): European academy of dermatology and venereology European prurigo project: expert consensus on the definition, classification and terminology of chronic prurigo. J Eur. Acad. Dermatol. Venereol., 32, 1059-65 Pfützner, H. (2012): Angewandte Biophysik. 2. Auflage, Springer-Verlag, Wien New York Phan, N. Q., Blome, C., Fritz, F., Gerss, J., Reich, A., Ebata, T., Augustin, M., Szepietowski, J. C., Ständer, S. (2012): Assessment of pruritus intensity: prospective study on validity and reliability of the visual analogue scale, numerical rating scale and verbal rating scale in 471 patients with chronic pruritus. Acta Derm. Venereol., 92, 502-7 Pölking, J., Zeidler, C., Schedel, F., Osada, N., Augustin, M., Metze, D., Pereira, M. P., Yosipovitch, G., Bernhard, J. D., Ständer, S. (2018): Prurigo activity score (PAS): validity 61 and reliability of a new instrument to monitor chronic prurigo. J. Eur. Acad. Dermatol. Venereol., 32, 1754-60 Proksch, E. (2008): The role of emollients in the management of diseases with chronic dry skin. Skin Pharmacol. Physiol., 21, 75-80 Proksch, E., Brandner, J. M., Jensen, J.-M. (2008): The skin: an indispensable barrier. Exp. Dermatol., 17, 1063-72 Proksch, E., Fölster-Holst, R., Jensen, J.-M. (2006): Skin barrier function, epidermal proliferation and differentiation in eczema. J. Dermatol. Sci., 43, 159-69 Pugliarello, S., Cozzi, A., Gisondi, P., Girolomoni, G. (2011): Phenotypes of atopic dermatitis. J. Dtsch. Dermatol. Ges., 9, 12-20 Raap, U., Günher, C. (2014): Pathogenese der Prurigo nodularis. Hautarzt, 65, 691-6 Raap, U., Ständer, S., Metz, M. (2011): Pathophysiology of itch and new treatments. Curr. Opin. Allergy Clin. Immunol.,11, 420-7 Rawlings, A. V., Harding, C. R. (2004): Moisturization and skin barrier function. Dermatol. Ther., 17, 43-8 Rawlings, A. V., Voegeli, R. (2013): Stratum corneum proteases and dry skin conditions. Cell tissue res., 351, 217-35 Reich, A., Chatzigeorkidis, E., Zeidler, C., Osada, N., Furue, M., Takamori, K., Ebata, T., Augustin, M., Szepietowski, J. C., Ständer, S. (2017): Tailoring the cut-off values of the visual analogue scale and the numeric rating scale in itch assessment. Acta Derm. Venerol., 97, 759-60 Richter, G. (2003): Praktische Biochemie. Grundlagen und Techniken. Georg Thieme Verlag, Stuttgart Ring, J. (2012): Neurodermitis - Atopisches Ekzem. Georg Thieme Verlag KG, Stuttgart Rogers, J., Harding, C., Mayo, A., Banks, J., Rawlings, A. (1996): Stratum corneum lipids: the effect of ageing and the seasons. Arch. Dermatol. Res., 288, 765-70 Rowland Payne, C. M. E., Wilkinson, J. D., McKee, P. H., Jurecka, W., Black, M. M. (1985): Nodular prurigo - a clinicopathological study of 46 patients. Br. J. Dermatol., 113, 431-9 Rüther, A., Stoll, M., Schwarz, T., Schreiber, S., Fölster-Holst, R. (2006): filaggrin loss-offunction variant contributes to atopic dermatitis risk in the population of northern Germany. Br. J. Dermatol., 155, 1093-4 Sandilands, A., Terron-Kwiatkowski, A., Hull, P. R., O’Regan, G. M., Clayton, T. H., Watson, R. M., Carrick, T., Evans, A. T., Liao, H., Zhao, Y., Campbell, L. E., Schmuth, M., Gruber, R., Janecke, A. R., Elias, P. M., van Steensel, M. A. M., Nagtzaam, I., van Geel, M., Steijlen, P. M., Munro, C. S., Bradley, D. G., Palmer, C. N. A., Smith, F. J. D., McLean, W. 62 H. I., Irvine, A. D. (2007): Comprehensive analysis of the gene encoding filaggrin uncovers prevalent and rare mutations in ichthyosis vulgaris and atopic eczema. Nat. Genet., 39, 650-4 Sawada, E., Yoshida, N., Sugiura, A., Imokawa, G. (2012): Th1 cytokines accentuate but Th2 cytokines attenuate ceramide production in the stratum corneum of human epidermal equivalents: an implication for the disrupted barrier mechanism in atopic dermatitis. J. Dermatol. Sci., 68, 25-35 Schleinitz, D., DiStefano, J. K., Kovacs, P. (2011): Targeted SNP genotyping using the TaqMan® assay. In: DiStefano, J. K. (Hrsg.) Disease gene identification: methods and protocols, methods in molecular biology, Springer Science + Business Media, CCL Schmitt, J., Langan, S., Deckert, S., Svensson, A., von Kobyletzki, L., Thomas, K., Spuls, P. (2013): Assessment of clinical signs of atopic dermatitis: A systematic review and recommendation. J. Allergy Clin. Immunol., 132, 1337-47 Schneider, G., Hockmann, J., Stumpf, A. (2014): Psychosomatische Aspekte der Prurigo nodularis. Hautarzt, 65, 704-8 Schuhknecht, B., Marziniak M., Wissel, A., Phan, N. Q., Pappai, D., Dangelmaier, J., Metze, D., Ständer, S. (2011): Reduced intraepidermal nerve fibre density in lesional and nonlesional prurigo nodularis skin as a potential sign of subclinical cutaneous neuropathy. Br. J. Dermatol., 165, 85-91 Schulte-Herbrüggen, O., Fölster-Holst, R., von Elstermann, M., Augustin, M., Hellweg, R. (2007): Clinical relevance of nerve growth factor serum levels in patients with atopic dermatitis and psoriasis. Int. Arch. Allergy Immunol., 144, 211-6 Schultz Larsen, F. (1993): Atopic dermatitis: a genetic-epidemiologic study in a populationbased twin sample. J. Am. Acad. Dermatol., 28, 719-23 Seguchi, T., Cui, C. Y., Kusuda, S., Takahashi, M., Aisu, K., Tezuka, T. (1996): Decreased expression of filaggrin in atopic skin. Arch. Dermatol. Res., 288, 442-6 Sevilla, L. M., Nachat, R., Groot, K. R., Klement, J. F., Uitto, J., Dijan, P., Määttä, A., Watt, F. M. (2007): Mice deficient in involucrin, envoplakin and periplakin have a defective epidermal barrier. J. Cell Biol., 179, 1599-1612 Sheu, H.-M., Lee, J. Y.-Y., Chai, C.-Y., Kuo, K.-W. (1997): Depletion of stratum corneum intercellular lipid lamellae and barrier function abnormalities after long-term topical corticosteroids. Br. J. Dermatol., 136, 884-90 Sheu, H.-M., Tai, C.-L., Kuo, K.-W., Yu, H.-S., Chai, C.-Y. (1991): Modulation of epidermal terminal differentiation in patients after long-term topical corticosteroids. J. Dermatol., 18, 454-64 Silverberg, J. I. (2019): Adult-onset atopic dermatitis. J. Allergy Clin. Immunol. Pract., 7, 2833 Silvestre Salvador, J. F., Romero-Pérez, D., Encabo-Durán, B. (2017): Atopic dermatitis in 63 adults: a diagnostic challenge. J. Investig. Allergol. Clin. Immunol., 27, 78-88 Ständer, H. F., Elmariah, S., Zeidler, C., Spellman, M., Ständer, S. (2020): Diagnostic and treatment algorithm for chronic nodular prurigo. J. Am. Acad. Dermatol., 82, 460-8 Ständer, S., Ketz, M., Kossack, N., Akumo, D., Pignot, M., Gabriel, S., Chavda, R. (2020): Epidemiology of prurigo nodularis compared with psoriasis in germany: a claims database analysis. Acta Derm. Venereol., 100, 1-6 Ständer, S., Zeidler, C., Augustin, M., Darsow, U., Kremer, A. E., Legat, F. J., Koschmieder, S., Kupfer, J., Mettang T., Metz, M., Nast, A., Raap, U., Schneider, G., Ständer, H., Streit, M., Schut, C., Weisshaar E. (2022): S2k-Leitlinie zur Diagnostik und Therapie des chronischen Pruritus. AWMF online, Register-Nr. 013-048 Sugiura, H., Ebise, H., Tazawa, T., Tanaka, K., Sugiura, Y., Uehara, M., Kikuchi, K., Kimura, T. (2005): Large-scale DNA microarray analysis of atopic skin lesions shows overexpression of an epidermal differentiation gene cluster in the alternative pathway and lack of protective gene expression in the cornified envelope. Br. J. Dermatol., 152, 146-9 Uchida, Y. (2014): Ceramide signaling in mammalian epidermis. Biochim. Biophys. Acta, 1841, 453-62 Vaalasti, A., Suomalainen, H., Rechardt, L. (1989): Calcitonin gene-related peptide immunoreactivity in prurigo nodularis: a comparative study with neurodermatitis cirumscripta. Br. J. Dermatol., 120, 619-23 Voegeli, R., Rawlings, A. V., Breternitz, M., Doppler, S., Schreier, T., Fluhr, J. W. (2009): Increased stratum corneum serine protease activity in acute eczematous atopic skin. Br. J. Dermatol., 161, 70-77 Weidinger, S., Novak, N. (2016): Atopic dermatitis. Lancet, 387, 1109-22 Weidinger, S., Illig, T., Baurecht, H., Irvine, A. D., Rodriguez, E., Diaz-Lacava, A., Klopp, N., Wagenpfeil, S., Zhao, Y., Liao, H., Lee, S. P., Palmer, C. N. A., Jenneck, C., Maintz, L., Hagemann, T., Behrendt, H., Ring, J., Nothen, M. M., McLean, W. H. I., Novak, N. (2006): Loss-of-function variations within the filaggrin gene predispose for atopic dermatitis with allergic sensitization. J. Allergy Clin. Immunol., 118, 214-9 Weidinger, S., Rodríguez, E., Stahl, C., Wagenpfeil, S., Klopp, N., Illig, T., Novak, N. (2007): Filaggrin mutations strongly predispose to early-onset and extrinsic atopic dermatitis. J. Invest. Dermatol., 127, 724-6 Weigelt, N., Metze, D., Ständer, S. (2010): Prurigo nodularis: systemic analysis of 58 histological criteria in 136 patients. J. Cutan. Pathol., 37, 578-86 Weisshaar, E., Szepietowski, J. C., Dalgard, F., Garcovich, S., Gieler, U., Gimenez-Arnau, A., Lambert, J., Leslie, T., Mettang, T., Misery, L., Savk, E., Streit, M., Tschachler, E., Wallengren, J., Ständer, S. (2019): European S2k guideline on chronic pruritus. Acta Derm. Venereol., 99, 469-506 Werfel, T., Aberer, W., Ahrens, F., Augustin, M., Biedermann, T., Diepgen, T., Fölster-Holst, 64 R., Gieler, U., Heratizadeh, A., Kahle, J., Kapp, A., Nast, A., Nemat, K., Ott, H., Przybilla, B., Roecken, M., Schlaeger, M., Schmid-Grendelmeier, P., Schmitt, J., Schwennesen, T., Staab, D., Worm, M. (2016): Leitlinie Neurodermitis [atopisches Ekzem; atopische Dermatitis]. J. Dtsch. Dermatol. Ges., 14, e1-75 Wollenberg, A., Oranje, A., Deleuran, M., Simon, D., Szalai, Z., Kunz, B., Svensson, A., Barbarot, S., von Kobyletzki, L., Taieb, A., de Bruin-Weller, M., Werfel, T., Trzeciak, M., Vestergard, C., Ring, J., Darsow, U. (2016): ETFAD/ EADV Eczema task force 2015 position paper on diagnosis and treatment of atopic dermatitis in adult and paediatric patients. J. Eur. Acad. Dermatol. Venereol., 30, 729-47 Yang, L. L., Jiang, B., Chen, S. H., Liu, H. Y., Chen, T. T., Huang, L. H., Yang, M., Ding, J., He, J. J., Li, J. J., Yu, B. (2021): Abnormal keratin expression pattern in prurigo nodularis epidermis. Skin Health Dis., 2, e75 Yosipovitch, G., Misery, L., Proksch, E., Metz, M., Ständer, S., Schmelz, M. (2019): Skin barrier damage and itch: review of mechanisms, topical management and future directions. Acta Derm. Venereol., 99, 1201-9 Zeidler, C., Tsianakas, A., Pereira, M., Ständer, H., Yosipovitch, G., Ständer, S. (2018): Chronic prurigo of nodular type: a review. Acta Derm. Venereol., 98, 173-9 Zhao, C. Y., Tran, A. Q. T., Lazo-Dizon, J. P., Kim, J., Daniel, B. S., Venugopal, S. S., Rhodes, L. M., Law, M. G., Murrell, D. F. (2015): A pilot comparison study of four clinicalrated atopic dermatitis severity scales. Br. J. Dermatol., 173, 488-97 Zollner, T. M., Boehncke, W.-H., Kaufmann R. (2002): Atopische Dermatitis. BlackwellWissenschafts-Verlag, Berlin Wien 65 7. Anhang Zu 2.2.1 Anamneseerhebung und 2.2.2 Klinische Beurteilung Abbildung 26: Fragebogen Seite 1 (beispielhaft ausgefüllt) Abbildung 27: Fragebogen Seite 2 inklusive Bestimmung des „severity scoring of atopic dermatitis“ (SCORAD) (beispielhaft ausgefüllt) 66 Abbildung 28: Fragebogen Seite 3 inklusive Ermittlung der Atopie-Stigmata (beispielhaft ausgefüllt) Abbildung 29: Fragebogen Seite 4 (beispielhaft ausgefüllt) 67 Abbildung 30: Fragebogen Seite 5 (beispielhaft ausgefüllt) Abbildung 31: Fragebogen Seite 6 (beispielhaft ausgefüllt) 74 FLG-Mutation R2447X FLG-Mutation S3247X FLG-Mutation R501X FLG-Mutation 2282del4 Vorwä rtsprim er 1 GAAGACAAGG ATCCCACCAC AA AGAAACCATCG TGGATCTGTTC AG CACTGGAGGA AGACAAGGAT CG TCCCGCCACCAG CTCC Vorwä rtsprim er 2 - - - CCACTGACAGTG AGGGACATTCA Rückw ärts primer CCCTCTTGGG ACGTTGAGT CCGGCTCTGTC TTCGTGATG CCCTCTTGGG ACGCTGAA GGTGGCTCTGCT GATGGTGA FAM ™Gen sonde FAMCTGTCTCATGC CTGCMGB/BHQ FAMCCGTGCCTTTA CTG-MGB/BHQ FAMCACGAGACAG CTC-MGB/BHQ FAMCACAGTCAGTGT CAGGCCATGGAC A-MGB/BHQ VIC® Gen sonde VICCTGTCTCGTG CCTGCMGB/BHQ VICCCGTGCCTTGA CTG-MGB/BHQ VICCATGAGACAG CTCCMGB/BHQ VICAGACACACAGTG TCAGGCCATGGA CA-MGB/BHQ Tabelle 16: 5’-3’-Gensequenzen für die PCR (für die FLG-Mutation 2282del4 wurde zusätzlich ein zweiter Vorwärts-Primer verwendet, um die Spezifität zu erhöhen) (FLG: Filaggrin-Gen) Substanzen FLGMutation R2447X FLGMutation S3247X FLGMutation R501X FLG-Mutation 2282del4 Genotyping Master Mix (enthält Taq-Polymerase und dNTPs) 2,5 µl 2,5 µl 2,5 µl 2,5 µl Genotyping Assay, 80-fach konzentriert (enthält Primer und MGB-Gensonden) 0,03125 µl 0,03125 µl - - FAM™-MGB-Gensonde - - 0,1 µl (5 µM) 0,1 µl (10 mM) VIC®-MGB-Gensonde - - 0,1 µl (5 µM) 0,1 µl (10 µM) Vorwärts-Primer 1 - - 0,5 µl (4 µM) 0,225 µl (20 µM) Vorwärts-Primer 2 - - - 0,225 µl (20 µM) Rückwärts-Primer - - 0,5 µl (4 µM) 0,225 µl (20 µM) Wasser 2,46875 µl 2,46875 µl 1,3 µl 1,625 µl gesamt 5,0 µl 5,0 µl 5,0 µl 5,0 µl Tabelle 17: Reaktionsvolumina für die PCR (die Schemata für R501X und 2282del4 wurden selbst designt (Palmer et al. 2006, Sandilands et al. 2007)) (FLG: Filaggrin-Gen, dNTP: Desoxyribonukleosidtriphosphat, MGB: „minor groove binder“) 75 Schritt Temperatur Dauer Zyklen Aktivierung der Polymerase 95 °C 10 Minuten 1 Denaturierung 95 °C 15 Sekunden 45 Anlagerung/ Verlängerung 60 °C (62 °C für 2282del4) 1 Minute 45 Abkühlen 20 °C (Raumtemperatur) Tabelle 18: PCR-Programm Zu 3 Ergebnisse Relative Häufigkeit, Median [1. - 3. Quartil] oder Mittelwert ± 1 Standardabweichung AE-Gruppe (n = 9) AP-Gruppe (n = 7) PN-Gruppe (n = 9) K-Gruppe (n = 10) Erkrankungsalter (Jahre) 11 [5,5 - 21] 28 [6 - 40] 43 [30 - 49,5] - Pollenallergie (%) 78 14 0 0 Allergisches Asthma (%) 33 71 0 30 Positive Familienanamnese für atopische Erkrankungen bei Verwandten 1. Grades (%) 78 86 22 50 Muttermilchernährung (%) 88 20 71 100 BMI (kg/m2) 22,4 [20,2 - 26,0] 28,6 [27,1 - 34,9] 30,2 [26,7 - 49,9] 23,5 [20,0 - 25,2] Aktuelle topische Therapie (%) 66,7 57,1 44,4 0 Tägliche Hautpflege (%) 55,6 42,9 33,3 0 SCORAD (Punkte) 39,0 ± 12,5 32,4 ± 17,6 37,3 ± 5,7 0,3 ± 0,9 Aktuelle Juckreizintensität (Punkte) 2,5 ± 2,5 3,1 ± 2,7 3,7 ± 3,2 0,2 ± 0,4 DLQI (Punkte) 7,0 ± 4,1 9,1 ± 8,6 10,6 ± 7,8 0,1 ± 0,3 Xerose (Punkte) 1,6 ± 1,1 0,29 ± 0,5 0,4 ± 0,7 0,1 ± 0,3 Hydratation läsional („arbitrary units“) 18,7 [15,7 - 27,4] 27,3 [20,0 - 40,3] 17,0 [8,7 - 20,8] Hydratation nicht-läsional („arbitrary units“) 26,3 [22,3 - 33,4] 37,0 [24,0 - 46,7] 28,7 [21,2 - 38,2] 44,9 [33,2 - 51,1] TEWL läsional (g/hm2) 22,1 [17,2 - 37,7] 18,6 [10,8 - 44,4] 14,7 [11,1 - 24,0] - TEWL nicht-läsional (g/hm2) 7,3 [6,7 - 13,6] 7,1 [7,1 - 13,0] 6,6 [4,9 - 7,3] 6,8 [6,0 - 9,8] Epidermisdicke läsional (Punkte) 2,7 ± 0,4 2,3 ± 1,1 2,5 ± 0,6 - Epidermisdicke nichtläsional (Punkte) 0,3 ± 0,6 0 ± 0 0 ± 0 0,1 ± 0,2 Entzündung läsional (Punkte) 2,2 ± 0,7 2,2 ± 1,1 2,4 ± 0,7 - Tabelle 19: Lageund Streumaße der signifikanten Ergebnisse (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen, SCORAD: „severity scoring of atopic dermatitis”, DLQI: „dermatology life quality index”, TEWL: „transepidermal water loss“) 76 Relative Häufigkeit, Median [1. - 3. Quartil] oder Mittelwert ± 1 Standardabweichung AE-Gruppe (n = 9) AP-Gruppe (n = 7) PN-Gruppe (n = 9) K-Gruppe (n = 10) Entzündung nicht-läsional (Punkte) 0,2 ± 0,4 0 ± 0 0 ± 0 0 ± 0 Hyperkeratose läsional (Punkte) 2,6 ± 0,5 2,5 ± 1,2 2,5 ± 0,7 - Hyperkeratose nicht-läsional (Punkte) 1,0 ± 0,5 0 ± 0 0 ± 0 0,4 ± 0,5 Hypergranulose läsional (Punkte) 1,9 ± 0,8 1,9 ± 1,1 1,6 ± 1,3 - Hypergranulose nichtläsional (Punkte) 0,3 ± 0,5 0 ± 0 0 ± 0 0,2 ± 0,4 Filaggrin läsional (Punkte) -0,6 ± 0,5 -0,5 ± 0,4 -0,7 ± 0,4 - Filaggrin nicht-läsional (Punkte) -0,2 ± 0,4 0 ± 0 -0,1 ± 0,2 0 ± 0 Loricrin läsional (Punkte) 0,8 ± 0,7 1,7 ± 0,8 1,1 ± 1,2 - Loricrin nicht-läsional (Punkte) 0,6 ± 0,4 0 ± 0 0,1 ± 0,2 -0,1 ± 0,3 Involucrin läsional (Punkte) 2,4 ± 0,5 2,5 ± 0,4 2,9 ± 0,2 - Involucrin nicht-läsional (Punkte) 1,6 ± 0,3 1,1 ± 0,9 0,9 ± 0,8 0,4 ± 0,5 nICLL läsional (nm/1,000 nm2) 48,5 [43,3 - 65,3] 101,0 [95,0 - 196,0] 176,5 [134,3 - 202,5] - nICLL nicht-läsional (nm/1,000 nm2) 57,0 [51,8 - 81,0] 178,0 [155,0 - 187,0] 186,0 [165,8 - 197,5] 205,5 [199,8 - 214,0] Fortsetzung Tabelle 19 (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nichtatopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen, nICLL: „normalized intercellular lipid lamellae”) Zu 3.1 Krankengeschichte Relative Häufigkeit oder Median [1. - 3. Quartil] AE-Gruppe (n = 9) AP-Gruppe (n = 7) PN-Gruppe (n = 9) K-Gruppe (n = 10) Weibliches Geschlecht (%) 77,8 71,4 66,7 60 Allergische Rhinitis (%) 33,3 28,6 11,1 30 Nahrungsmittelallergie (%) 22,2 42,9 0 10 Hausstaubmilbenallergie (%) 22,2 42,9 0 0 Tierhaarallergie (%) 33,3 14,3 0 0 Aktuell Haustiere (%) 22,2 71,4 55,6 10 Aktiver Nikotinkonsum (%) 11,1 28,6 44,4 10 Ex-Nikotinkonsum (%) 22,2 42,9 33,3 20 Passiver Nikotinkonsum (%) 33,3 33,3 37,5 30 Regelmäßiger Nikotinkonsum der Eltern in der Kindheit (%) 44,4 33,3 50 20 Tabelle 20: Weitere erhobene anamnestische Daten ohne signifikante Unterschiede (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) 77 Relative Häufigkeit oder Median [1. - 3. Quartil] AE-Gruppe (n = 9) AP-Gruppe (n = 7) PN-Gruppe (n = 9) K-Gruppe (n = 10) Kindergartenbesuch (%) 88,9 100 55,6 90 Kindheit in der Stadt (%) 66,7 42,9 66,7 80 Regelmäßiger Bauernhofkontakt in der Kindheit (%) 33,3 71,4 55,6 50 Aktuell regelmäßiger Bauernhofkontakt (%) 11,1 28,6 0 0 Aktueller Wohnort in der Stadt (%) 66,7 42,9 66,7 100 Aktuelle Systemtherapie (%) 33,3 57,1 55,6 20 Vergangene Systemtherapie (%) 55,6 71,4 44,4 10 Systemerkrankungen (%) 11,1 28,6 33,3 11,1 Fortsetzung Tabelle 20 (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nichtatopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) Zu 3.2 Klinik Mittelwert ± 1 Standardabweichung (Punkte) AE-Gruppe (n = 9) AP-Gruppe (n = 7) PN-Gruppe (n = 9) K-Gruppe (n = 10) Keratosis pilaris 0,2 ± 0,7 0,7 ± 1,0 0,3 ± 0,7 0,2 ± 0,6 Dennie-Morgan-Falte 0,1 ± 0,3 0 ± 0 0 ± 0 0,1 ± 0,3 Hertoghe-Zeichen 0,2 ± 0,4 0 ± 0 0 ± 0 0 ± 0 Ichthyosis-Hand 0,7 ± 1,1 0,7 ± 1,0 0,1 ± 0,3 0,3 ± 0,5 Tabelle 21: Weitere erhobene Atopie-Stigmata ohne signifikante Unterschiede (AE: klassisches atopisches Ekzem, AP: atopische Prurigo, PN: nicht-atopische Prurigo nodularis, K: Kontrollen) 78 8. Eidesstattliche Versicherung Ich versichere hiermit an Eides Statt, dass meine Dissertation, abgesehen von Ratschlägen meiner Betreuerin und meiner sonstigen akademischen Lehrer/innen, nach Form und Inhalt meine eigene Arbeit ist, dass ich keine anderen als die in der Arbeit aufgeführten Quellen und Hilfsmittel benutzt habe und dass meine Arbeit bisher keiner anderen akademischen Stelle als Dissertation vorgelegen hat, weder ganz noch in Teilen. ______________________________________ Unterschrift der Doktorandin 79 9. Danksagung An erster Stelle danke ich meiner Doktormutter Frau Prof. Dr. med. Regina Fölster-Holst, die mir dieses interessante Thema überließ und die gesamte Zeit über mit Rat und Tat zur Seite stand. Sehr dankbar bin ich auch Frau Dipl.-Biol. Alina Hohmuth für die gute Zusammenarbeit während der gesamten Arbeit. Ich möchte ebenfalls dem damaligen Team der Neurodermitis-Sprechstunde der Hautklinik, Frau Dr. med. Ann-Christine Rosenthal, Frau Dr. med. Frederieke Thielking und Frau Sandra Ziebell, danken, die mich bei der Rekrutierung und Durchführung der Probandenuntersuchungen tatkräftig unterstützten. Außerdem möchte ich auch Herrn Prof. Dr. med. Dr. rer. nat. Ehrhardt Proksch und den Mitarbeitern des Labors der Hautklinik vor allem Frau Claudia Neumann für ihre Hilfe bei den histologischen Untersuchungen, Herrn Dipl.-Ing. Dähnhardt-Pfeiffer und seinen Mitarbeitern/innen für die Auswertung der Hautabrisse in ihrem Labor sowie Dr. rer. nat. Elke Rodriguez und den Mitarbeitern im DNAund Genotyping-Labor des IKMB insbesondere Frau Nicole Braun, Herrn Wolfgang Albrecht und Frau Sanaz Sedghpour Sabet für die Analyse der Filaggrin-Mutationen meinen Dank aussprechen. In diesem Zusammenhang danke ich auch herzlich Frau Dipl.-Stat. Dr. rer. nat. Sandra Freitag-Wolf für die Hilfe bei der statistischen Auswertung und nicht zuletzt meiner Familie und meinen Freunden/-innen für den stetigen mentalen Beistand und das Korrekturlesen, besonders meiner Schwester Francesca. Mein wesentlicher Dank gilt jedoch den Studienprobanden/-innen, ohne die die Durchführung der Studie unmöglich gewesen wäre. 80 10. Veröffentlichung Diese Arbeit wurde am 7. Oktober 2021 unter dem Titel „Comparison of epidermal barrier integrity in adults with classic atopic dermatitis, atopic prurigo and non-atopic prurigo nodularis“ in der Fachzeitschrift „Biology“ veröffentlicht.